Verordnung des Bundesministers für Gesundheit, Sport und Konsumentenschutz über Analysenmethoden zur Kontrolle der Zusammensetzung der kosmetischen Mittel (Kosmetik – Analysenverordnung)

Präambel/Promulgationsklausel

Auf Grund der §§ 27 Abs. 1 und 42 Abs. 4 des Lebensmittelgesetzes 1975, BGBl. Nr. 86, zuletzt geändert durch das Bundesgesetz BGBl. Nr. 756/1992, wird verordnet:

§ 1. Amtliche Kontrollen von kosmetischen Mitteln sind in bezug auf

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*1) Als gleichwertig sind Analysenmethoden anzusehen, die im Rahmen der jeweiligen Fragestellung vergleichbare Ergebnisse liefern. Vergleichbare Ergebnisse sind jedenfalls dann zu erwarten, wenn die in der Verordnung genannten Verfahrenskenndaten von angewandten Verfahren erreicht oder übertroffen werden.

§ 1. Amtliche Kontrollen von kosmetischen Mitteln sind in bezug auf

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*1) Als gleichwertig sind Analysenmethoden anzusehen, die im Rahmen der jeweiligen Fragestellung vergleichbare Ergebnisse liefern. Vergleichbare Ergebnisse sind jedenfalls dann zu erwarten, wenn die in der Verordnung genannten Verfahrenskenndaten von angewandten Verfahren erreicht oder übertroffen werden.

§ 1. Amtliche Kontrollen von kosmetischen Mitteln sind in bezug auf

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*) Als gleichwertig sind Analysenmethoden anzusehen, die im Rahmen der jeweiligen Fragestellung vergleichbare Ergebnisse liefern. Vergleichbare Ergebnisse sind jedenfalls dann zu erwarten, wenn die in der Verordnung genannten Verfahrenskenndaten von angewandten Verfahren erreicht oder übertroffen werden.

§ 2. Diese Verordnung tritt mit dem ihrer Kundmachung folgenden Monatsersten in Kraft.

Anlage 1

I. PROBENAHME VON KOSMETISCHEN MITTELN

3.1. Kosmetische Mittel werden in ihrer Originalpackung entnommen und unverändert dem Laboratorium zugeleitet.

3.2. Bei kosmetischen Mittel die in Großpackungen oder im Einzelverkauf nicht in der Originalpackung des Herstellers auf den Markt gebracht werden, werden für die Probenahme am Ort, ihrer Verwendung bzw. des Verkaufs besondere Vorschriften erlassen.

3.3. Aus der Analysenvorschrift und der Zahl der durch jedes Laboratorium vorzunehmenden Analysen ergibt sich die Anzahl an Einzelproben, die für eine Laborprobe erforderlich sind.

4.1. Die Proben sind am Ort der Probenahme gemäß den geltenden Vorschriften des betreffenden Mitgliedstaats, in dem die Probenahme erfolgt, zu versiegeln und zu identifizieren.

4.2. Auf jeder Probe sind folgende Angaben anzubringen:

– Name des kosmetischen Mittels,

– Datum, Stunde und Ort der Probenahme,

– Name der mit der Probenahme beauftragten Person,

– Name der die Untersuchung durchführenden Behörde.

4.3. Über die Probenahme wird gemäß den in dem betreffenden Mitgliedstaat geltenden Vorschriften ein Bericht erstellt.

5.1. Die Einzelproben sind entsprechend den vom Hersteller auf dem Etikett angegebenen Anweisungen zu lagern.

5.2. Sofern keine besonderen Anweisungen bestehen, sind alle Laborproben bei einer Temperatur zwischen 10 °C und 25 °C und lichtgeschützt aufzubewahren.

5.3. Die Einzelproben sind erst im Augenblick des Analysebeginns zu öffnen.

Anlage 2

II. VORBEREITUNG DER PROBEN IM LABORATORIUM

1.1. Die Analysebestimmung wird an jeder Einzelprobe durchgeführt. Sofern die Menge zu klein ist, wird eine Mindestzahl von Einzelproben sorgfältig gemischt, bevor die Laborprobe entnommen wird.

1.2. Das Behältnis wird geöffnet – sofern es die entsprechende Analysemethode vorsieht unter inerter Atmosphäre – und die für die Analyse notwendigen Versuchsmengen möglichst rasch entnommen. Danach werden die Analysen unverzüglich durchgeführt. Wenn die Probe konserviert werden muß, wird das Behältnis unter inerter Atmosphäre wieder verschlossen.

1.3. Kosmetische Mittel können in flüssigem, festem oder pastösem Zustand sein. Es kann vorkommen, daß ursprünglich homogene Erzeugnisse später in mehreren Phasen vorliegen. In solchen Fällen müssen sie erneut homogenisiert werden.

1.4. Sofern ein kosmetisches Mittel auf besondere Weise zum Verkauf angeboten wird, so daß nicht im Einklang mit diesen Vorschriften verfahren werden kann, und sofern keine zutreffenden Untersuchungsmethoden bestehen, kann nach eigenen Methoden verfahren werden, wenn diese in schriftlicher Form als Teil des Analyseberichts festgelegt werden.

2.1. In diesem Zustand befinden sich Erzeugnisse wie „Eau de toilette“, Lotionen, Lösungen, Öle, milchige Zubereitungen, die in Flakons, Flaschen, Ampullen oder Tuben verpackt sind.

2.2. Entnahme der Versuchsmenge:

– Vor dem Öffnen das Behältnis kräftig schütteln.

– Öffnen.

– Einige Milliliter der Flüssigkeit werden zur visuellen Prüfung in ein Reagenzröhrchen gegeben, um festzustellen, welche Eigenschaften das Erzeugnis bei der Entnahme der Versuchsmenge hat.

– Behältnis wieder verschließen oder die benötigte Versuchsmenge entnehmen.

– Behältnis wieder sorgfältig verschließen.

3.1. In diesem Zustand befinden sich Erzeugnisse wie Pasten, Cremes, Emulsionen und Gele, die in Tuben, Druckflaschen oder Tiegel verpackt sind.

3.2. Entnahme der Versuchsmenge:

3.2.1. Behältnisse mit enger Öffnung (Tube, Druckflasche). Mindestens den ersten Zentimeter des zu analysierenden Produkts beseitigen. Versuchsmenge entnehmen und Behältnis sofort wieder verschließen.

3.2.2. Behältnis mit weiter Öffnung (Tiegel). Oberfläche leicht wegschaben, um die oberste Schicht zu entfernen. Die Versuchsmenge entnehmen und das Behältnis sofort wieder verschließen.

4.1. In diesem Zustand befinden sich Erzeugnisse wie Puder, Kompaktpuder oder Stifte, die in Schachteln oder Dosen verpackt sein können.

4.2. Entnahme der Versuchsmenge:

4.2.1. Puder. Vor dem Entstöpseln oder Öffnen Puder kräftig schütteln. Öffnen und Versuchsmenge entnehmen.

4.2.2. Kompaktpuder oder Stift. Durch leichtes Schaben Oberfläche des festen Körpers entfernen und Versuchsmenge entnehmen.

5.1. Diese Erzeugnisse sind in § 2 der Aerosolpackungsverordnung, BGBl. Nr. 560/1994 i.d.j.g.F, definiert.

5.2. Laborprobe:

5.2.1. Der Inhalt ist eine homogene Lösung. Er ist als solcher für die weitere Analyse direkt verwendbar.

5.2.2. Der Inhalt besteht aus zwei Flüssigphasen. Jede einzelne Phase kann nach dem Umfüllen der untersten Phase in eine zweite Aufnahmeflasche analysiert werden. Beim Umfüllen muß die erste Aufnahmeflasche mit dem Ventil nach unten gehalten werden. Die untere Phase ist häufig wäßrig und enthält kein Treibgas mehr (Fall Butan/Wasser).

5.2.3. Der Inhalt besteht aus einem Puder in Suspension. Nach Abtrennung des Puders kann die Flüssigphase analysiert werden.

5.2.4. Aerosolschaum. In die Aufnahmeflasche wird eine Menge von ca. 5 bis 10 Gramm 2-Methoxyäthanol genau eingewogen. Dieser Stoff verhindert bei der Entgasung die Schaumbildung, so daß die Treibgase ohne Flüssigkeitsverlust abgetrennt werden können.

5.3. Hilfsmittel

5.4. Verfahren

5.4.1. Chemische Analyse

– Verdampfen. Wenn durch die Verdampfung Schaum gebildetwird, so ist eine Aufnahmeflasche zu verwenden, in die zuvor mittels einer Injektionsspritze durch das Anschlußstück P1 eine bekannte Menge von 2-Methoxyäthanol (ca. 5 bis 10 g) eingegeben wird.

– Die quantitative Abtrennung der flüchtigen Bestandteile wird durch Bewegen im Wasserbad von 40° C vervollständigt.

– Nach erneutem Wiegen der Aufnahmeflasche („c“ Gramm) wird das Gewicht des Rückstands (m 2 ) ermittelt (m 2 = c – a).

– Anschlußstück P1 von der Aufnahmeflasche abnehmen;

– Rückstand in einer bekannten Menge eines geeigneten Lösungsmittels quantitativ lösen;

– Durchführung der gewünschten Analyse an einer aliquoten Teilmenge.

m1 = das Gewicht des in die Aufnahmeflasche übergeleiteten Erzeugnisses,

m2 = das Gewicht des Rückstands nach Erwärmen bei 40° C,

r = Prozentanteil der enthaltenen Substanz in m2 (Bestimmung durch geeignete Methode),

R = Prozentanteil der enthaltenen Substanz im gesamten Erzeugnis,

Q = absolute Gesamtmenge der enthaltenen Substanz in der Druckgaspackung,

P = Nettogewicht der ursprünglichen Druckgaspackung.

5.4.2. Gaschromatographische Analyse der flüchtigen Bestandteile

5.4.2.1. Prinzip

5.4.2.2. Hilfsmittel

5.4.2.3. Verfahren

5.4.2.4. Interner Standard

Anlage 3

III. NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG DES FREIEN NATRIUM- UND KALIUMHYDROXIDS

4.1. Reagenzien

4.1.1. standardisierte alkalische Pufferlösung mit einem pH von 9,18:0,05 M Natriumtetraborat-Dekahydrat.

4.2. Apparative Ausrüstung

4.2.1. übliche Laborgläser

4.2.2. pH-Meter

4.2.3. Glaselektrode

4.2.4. standardisierte Kalomelelektrode.

4.3. Verfahren

5.1. Titration in wäßriger Lösung

5.1.1. Reagenzien

5.1.1.1. 0,1 N HCl.

5.1.2. Apparative Ausrüstung

5.1.2.1. übliche Laborgläser

5.1.2.2. pH-Meter, eventuell mit Schreiber

5.1.2.3. Glaselektrode

5.1.2.4. standardisierte Kalomelelektrode.

5.1.3. Verfahren

5.1.4. Berechnung

5.2. Titration in Isopropanol

5.2.1. Reagenzien

5.2.1.1. Isopropanol

5.2.1.2. 1 N HCl

5.2.1.3. 0,1 N HCl in Isopropanol: Unmittelbar vor dem Gebrauch durch Verdünnung der wässerigen 1,0 N HCl mit Isopropanol anzusetzen.

5.2.2. Apparative Ausrüstung

5.2.2.1. übliche Laborgläser

5.2.2.2. pH-Meter, eventuell mit Schreiber

5.2.2.3. Glaselektrode

5.2.2.4. standardisierte Kalomelelektrode.

5.2.3. Verfahren

5.2.4. Berechnung

5.3. Wiederholbarkeit ( 1 )

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(1) Siehe Norm ISO/DIS 5725.

Anlage 4

IV. NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG VON OXALSÄURE UND IHRER ALKALISCHEN SALZE IN HAARPFLEGEMITTELN

4.1. Ammoniumacetatlösung: 5%ig (m/m)

4.2. Calciumchloridlösung: 10%ig (m/m)

4.3. Äthanol: 95%ig (v/v)

4.4. Tetrachlorkohlenstoff

4.5. Diäthyläther

4.6. p-Toluidinhydrochloridlösung: 6,8%ig (m/m)

4.7. 0,1 N Kaliumpermanganatlösung

4.8. Schwefelsäure: 20%ig (m/m)

4.9. Salzsäure: 10%ig (m/m)

4.10. Natriumacetat . 3H 2 O

4.11. Eisessig

4.12. Schwefelsäure (1:1)

4.13. Bariumhydroxidlösung (gesättigt).

5.1. Scheidetricher: 500 ml

5.2. Bechergläser: 50 und 600 ml

5.3. Glasfiltertiegel: G-4

5.4. Meßzylinder: 25 und 100 ml

5.5. Pipetten: 10 ml

5.6. Saugflasche: 500 ml

5.7. Wasserstrahlpumpe

5.8. Thermometer: 0 bis 100 °C

5.9. Magnetrührer mit Heizelement

5.10. Magnetrührstäbchen, teflonbeschichtet

5.11. Bürette: 25 ml

5.12. Erlenmeyerkolben: 250 ml.

6.1. 6 bis 7 g der Probe werden in ein 50-ml-Becherglas eingewogen, mit verdünnter Salzsäure (4.9) auf p H = 3 eingestellt und dann die Lösung mit 100 ml destilliertem Wasser in einen Scheidetrichter überführt. Anschließend werden 25 ml Äthanol (4.3), 25 ml p Toluidinhydrochloridlösung (4.6) sowie 25 bis 30 ml Tetrachlorkohlenstoff (4.4) hinzugefügt und die Mischung kräftig geschüttelt.

6.2. Nach der Trennung der Phasen wird die untere Schicht (organische Phase) verworfen, die Extraktion mit den unter 6.1 genannten Reagenzien wiederholt und die organische Phase erneut verworfen.

6.3. Die wässerige Lösung wird in ein 600-ml-Becherglas gespült und der noch in der Lösung enthaltene Tetrachlorkohlenstoff verkocht.

6.4. Anschließend werden 50 ml Ammoniumacetatlösung (4.1) hinzugegeben, die Lösung zum Sieden erhitzt (5.9) und zu der kochenden Lösung 10 ml erwärmte Calciumchloridlösung (4.2) unter Rühren hinzugefügt; den Niederschlag läßt man absetzen.

6.5. Die vollständige Fällung wird durch Zusatz einiger Tropfen Calciumchloridlösung (4.2) geprüft. Man läßt auf Zimmertemperatur abkühlen, fügt unter Rühren (5.10) 200 ml Äthanol (4.3) hinzu und läßt diese Lösung 30 Minuten lang stehen.

6.6 Die Flüssigkeit wird durch einen Glasfiltertiegel (5.3) filtriert, der Niederschlag mit einer kleinen Menge warmem Wasser (50 bis 60 °C) in den Glasfiltertiegel eingebracht und mit kaltem Wasser gewaschen.

6.7. Anschließend wird der Niederschlag noch fünfmal mit wenig Methanol (4.3) und etwas Diäthyläther (4.5) nachgewaschen, danach in 50 ml heißer Schwefelsäure (4.8) gelöst und die Lösung durch einen Filtertiegel gesaugt.

6.8. Die Lösung wird quantitativ in einen Erlenmeyerkolben (5.12) überführt und mit Kaliumpermanganatlösung (4.7) bis zur schwachen Rosafärbung titriert.

A	=	Verbrauch an 0,1 N Kaliumpermanganatlösung (6.8),
E	=	Einwaage der Probe in Gramm (6.1),
4,50179	=	Umrechnungsfaktor für Oxalsäure.

9.1. Prinzip

9.2. Verfahren

9.2.1. Ein Teil der Probe wird nach 6.1 bis 6.3 behandelt; eventuell enthaltene waschaktive Substanzen werden auf diese Weise entfernt.

9.2.2. Etwa 10 ml der nach 9.2.1 erhaltenen Lösung wird eine Spatelspitze Natriumacetat (4.10) zugegeben und die Lösung mit einigen Tropfen Eisessig (4.11) angesäuert.

9.2.3. Dieser Lösung wird eine 10%ige Calciumchloridlösung (4.2) zugegeben und danach die Lösung filtriert. Der Calciumoxalatniederschlag wird in 2 ml Schwefelsäure 1 : 1 (4.12) gelöst.

9.2.4. Die Lösung wird in ein Reagenzglas eingegeben und tropfenweise etwa 0,5 ml 0,1 N Kaliumpermanganatlösung hinzugefügt. Bei Gegenwart von Oxalat entfärbt sich diese Lösung erst langsam und dann schnell.

9.2.5. Nach der Zugabe der Kaliumpermanganatlösung (4.7) wird das Reagenzglas sofort mit einem geeigneten Stopfen mit einem Glasröhrchen verschlossen, leicht erwärmt und die freigesetzte Kohlensäure in gesättigte Bariumhydroxidlösung (4.13) eingeleitet. Die Bildung einer weißen Trübung von Bariumcarbonat innerhalb von 3 bis 5 Minuten zeigt das Vorhandensein von Oxalsäure an.

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(¹) Siehe Norm ISO/DIS 5725.

Anlage 5

V. BESTIMMUNG DES CHLOROFORMGEHALTS IN ZAHNPASTEN

4.1. Porapak Q oder Chromosorb 101, 80–100 mesh oder gleichwertiges Material

4.2. Acetonitril

4.3. Chloroform

4.4. Dimethylformamid

4.5. Methanol

4.6. Lösung für den internen Standard:

4.7. Lösung zur Bestimmung des relativen Ansprechfaktors:

5.1. Analysenwaage

5.2. Gaschromatograph mit Flammenionisationsdetektor

5.3. Injektionsspritze: 5 bis 10 l mit 0,1-Mikrolitereinteilung

5.4. Meßpipetten: 1, 4 und 5 ml

5.5. Meßkolben: 10 und 50 ml

5.6. Reagenzgläser mit etwa 20 ml Volumen mit Schraubstopfen, der an der Innenseite mit einem teflonbeschichteten Verschlußplättchen versehen ist

5.7. Zentrifuge

6.1. Empfohlene gaschromatographische Bedingungen

6.1.1. Säulentyp: Glas

6.1.2. Säulenfüllmaterial: Poropak Q oder Chromosorb 101 – 80 bis 100 mesh oder gleichwertiges Material (4.1).

6.1.3. Detektor: Flammenionisationsdetektor, dessen Empfindlichkeit so einzustellen ist, daß bei Injektion von 3 l der Lösung (4.7) die Höhe des Acetonitril-Peaks etwa ¾ der Gesamtskala abdeckt.

6.1.4. Gase:

6.1.5. Temperatur:

6.1.6. Schreiber:

6.2. Probenvorbereitung

6.3. Quantitative Bestimmung

6.3.1. 6 bis 7 g (M 0 ) der nach (6.2) vorbereiteten Zahnpastenprobe werden auf 10 mg genau in ein Reagenzglas mit Schraubstopfen (5.6) eingewogen und einige Glasperlen beigegeben.

6.3.2. In das Reagenzglas werden 5,0 ml der Standardlösung (4.6), 4 ml Dimethylformamid (4.4) und 1 ml Methanol (4.5) einpipettiert, mit dem Schraubstopfen verschlossen und homogenisiert.

6.3.3. Das verschlossene Reagenzglas wird eine halbe Stunde mechanisch geschüttelt und dann etwa 15 Minuten bei einer Drehzahl, die eine saubere Trennung der Phasen erlaubt, zentrifugiert.

6.3.4. 3 l dieser Lösung (6.3.3) werden unter den in (6.1) beschriebenen Bedingungen injiziert. Dieser Vorgang wird wiederholt. Bei Beachtung der oben beschriebenen Voraussetzungen gelten als Retentionszeiten folgende Richtwerte:

Methanol	ca. 1 Min.
Acetonitril	ca. 2,5 Min.
Chloroform	ca. 6 Min.
Dimethylformamid	15 Min.

6.3.5. Bestimmung des relativen Ansprechfaktors

7.1. Berechnung des relativen Ansprechens

7.1.1. Die Höhe und die Breite in halber Höhe des Acetonitril-Peaks und des Chloroform-Peaks ist zu messen und die Fläche der beiden Peaks mit der Formel Höhe x Breite (in halber Höhe) zu berechnen.

7.1.2. Man bestimmt die Fläche der nach (6.3.5) erhaltenen Chromatogramme und berechnet den relativen Ansprechfaktor f s mit Hilfe folgender Formel:

fs	=	relativer Ansprechfaktor für das Chloroform,
As	=	Fläche des Chloroform-Peaks (6.3.5),
Ai	=	Fläche des Acetonitril-Peaks (6.3.5),
Ms	=	Chloroformmenge in mg pro 10 ml der nach (6.3.6) aufgegebenen Lösung (= M1),
Mi	=	Acetonitrilmenge in mg pro 10 ml der nach (6.3.6) aufgegebenen Lösung (= M)

7.2. Berechnung des Chloroformgehalts

7.2.1. Berechnet wird die Fläche des Chloroform-Peaks und des Acetonitril-Peaks der gemäß (6.3.4) erhaltenen und nach (7.1.1) ausgewerteten Chromatogramme.

7.2.2. Der Gehalt der Zahnpasta an Chloroform wird nach der folgenden Formel berechnet:

% X	=	Gehalt an Chloroform in % der Masse der Zahnpasta,
As	=	Fläche des Chloroform-Peaks (6.3.4),
Ai	=	Fläche des Acetonitril-Peaks (6.3.4),
Msx	=	Masse in mg der nach (6.3.1) geprüften Analysenprobe (= 1 000 Mo),
Mi	=	Acetonitrilmenge in mg pro 10 ml der nach (6.3.2) erhaltenen Lösung ( M).

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(¹) Siehe Norm ISO/DIS 5725.

Anlage 6

VI. BESTIMMUNG DES ZINKGEHALTS

4.1. Ammoniak, konz. 25 %ig (m/m);

d = 0,91

4.2. Eisessig

4.3. Ammoniumacetat

4.4. 2-Methyl-8-oxychinolin

4.5. Ammoniaklösung: 6 %ig (m/v). Hierzu werden 240 g Ammoniak (4.1) in einen 1 000-ml-Meßkolben gegeben und mit destilliertem Wasser bis zur Marke aufgefüllt.

4.6. Ammoniumacetatlösung; 0,2 molar: Hierzu werden 15,4 g Ammoniumacetat (4.3) in destilliertem Wasser gelöst, die Lösung in einen 1 000-ml-Meßkolben eingegeben, bis zur Marke mit destilliertem Wasser aufgefüllt und gemischt.

4.7. 2-Methyl-8-oxychinolin-Lösung: 5 g 2-Methyl-8-oxychinolin werden in 12 ml Eisessig in einem 1 000-ml-Meßkolben gelöst, bis zur Marke mit destilliertem Wasser aufgefüllt und gemischt.

5.1. Meßkolben: 100 und 1 000 ml

5.2. Bechergläser: 400 ml

5.3. Meßzylinder: 50 und 150 ml

5.4. Meßpipetten: 10 ml

5.5. Glasfiltertiegel G 4

5.6. Saugflasche: 500 ml

5.7. Wasserstrahlpumpe

5.8. Thermometer: Skala 0 bis 100 °C

5.9. Exsikkator mit geeignetem Trocknungsmittel mit Feuchtigkeitsindikator, z. B. Silikagel oder gleichwertiges

5.10. Trockenschrank: eingestellt auf 150 2 °C

5.11. pH-Indikatorpapier

5.12. Heizplatte

5.13. Filterpapier: Whatman Nr. 4 oder entsprechendes Fabrikat

6.1. 5 bis 10 g (M) der zu untersuchenden Probe, die etwa 50 bis 100 mg Zink enthalten, werden in ein 400-ml-Becherglas eingewogen, 50 ml destilliertes Wasser hinzugefügt und der Inhalt durchgemischt.

„6.1.1. Die Mischung wird erforderlichenfalls mit Hilfe einer Vakuumpumpe filtriert und das Filtrat gesammelt.

6.1.2. Die Extraktion wird nach Zugabe von 50 ml destilliertem Wasser wiederholt. Nach dem Filtrieren werden die Filtrate vereint“.

6.2. Für je 10 mg in der Lösung (6.1) enthaltenes Zink werden 2 ml der 2-Methyl-8-oxychinolinlösung (4.7) zugegeben und erneut durchgemischt.

6.3. Nach dem Verdünnen mit 150 ml destilliertem Wasser wird die Lösung auf 60 °C erwärmt (5.12), dann werden unter Rühren 45 ml 0,2 molare Ammoniumacetatlösung (4.6) hinzugegeben.

6.4. Der pH-Wert der Lösung wird durch Einrühren von Ammoniaklösung (4.5) auf 5,7 bis 5,9 eingestellt; er wird mit pH-Indikatorpapier (5.11) kontrolliert.

6.5. Die Lösung wird 30 Minuten lang stehengelassen und danach mit einer Wasserstrahlpumpe durch eine zuvor bei 150 °C getrocknete und nach dem Abkühlen gewogene (M 0 ) Fritte (G 4) filtriert. Anschließend wird der in der Fritte gesammelte Niederschlag mit insgesamt 150 ml etwa 95 °C heißem destilliertem Wasser gewaschen.

6.6. Der Niederschlag wird in einem Trockenofen bei 150 °C eine Stunde lang getrocknet.

6.7. Nach der Trockenzeit wird die Fritte mit dem Niederschlag aus dem Trockenofen genommen und in einen Exsikkator (5.9) gestellt; nach dem Abkühlen auf Zimmertemperatur wird deren Masse (M 1 ) bestimmt.

M	=	Masse in Gramm der Probe (6.1),
Mo	=	Masse in Gramm der leeren und getrockneten Fritte (6.5),
M1	=	Masse in Gramm der Fritte mit dem Niederschlag (6.7).

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(¹) Siehe Norm ISO/DIS 5725.

Anlage 7

VII. NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG DER PHENOLSULFONSÄURE

4.1. Salzsäure, konz. 36 %ig

d = 1,18

4.2. Chloroform

4.3. n-Butanol

4.4. Eisessig

4.5. Kaliumjodid

4.6. Kaliumbromid

4.7. Natriumcarbonat

4.8. Sulfanilsäure

4.9. Natriumnitrit

4.10. Kaliumbromatlösung: 0,1 N

4.11. Natriumthiosulfatlösung: 0,1 N

4.12. Stärkelösung: 1 %ig (m/v) in Wasser

4.13. Natriumcarbonatlösung: 2 %ig (m/v) in Wasser

4.14. Natriumnitritlösung: 4,5 %ig (m/v) in Wasser

4.15. Dithizonlösung: 0,05 %ig (m/v) in Chloroform

4.16. Fließmittel: n-Butanol-Eisessig-Wasser (4:1:5), v); nach dem Mischen im Scheidetrichter wird die untere Phase verworfen.

4.17. Reagenz nach Pauly für die Dünnschichtchromatographie: 4,5 g Sulfanilsäure (4.8) werden in 45 ml konzentrierter Salzsäure (4.1) unter Erwärmen gelöst und die Lösung mit Wasser auf 500 ml verdünnt. 10 ml der Lösung werden in Eiswasser gekühlt und unter Rühren 10 ml klare Natriumnitritlösung (4.14) zugesetzt. Danach läßt man die Lösung ca. 15 Minuten bei 0 °C stehen – die Lösung ist bei dieser Temperatur 1 bis 3 Tage stabil; kurz vor dem Besprühen (7.5) werden 20 ml Natriumcarbonatlösung (4.13) hinzugegeben.

4.18. Zellulosebeschichtete Fertigplatten für die Dünnschichtchromatographie; Format 20 x 20 cm, Dicke der Sorbtionsschicht 0,25 mm.

5.1. Rundkolben mit Schliff: 100 ml

5.2. Scheidetrichter: 100 ml

5.3. Erlenmeyerkolben mit Schliff: 250 ml

5.4. Bürette: 25 ml

5.5. Vollpipetten: 1, 2 und 10 ml

5.6. Meßpipette: 5 ml

5.7. Injektionsspritze: 10 l mit 0,1 Mikroliterskala

5.8. Thermometer: Skala von 0 bis 100 °C

5.9. Wasserbad mit Heizung

5.10. Trockenofen: gut ventiliert und auf 80 °C eingestellt

5.11. Übliche Ausrüstung für die Dünnschichtchromatographie

7.1. Auf der Startlinie – 1 cm über der unteren Kante der Dünnschichtplatte (4.18) – werden auf sechs Punkte mit einer Injektionsspritze (5.7) jeweils 5 l des Rückstandes (6) oder der Probe aufgetragen.

7.2. Die Platte wird in eine Entwicklungskammer mit dem Fließmittel (4.16) eingesetzt und so lange entwickelt, bis die Fließmittelfront 15 cm über der Startlinie erreicht hat.

7.3. Dann wird die Platte aus der Entwicklungskammer genommen, bei 80 °C getrocknet, bis keine Essigsäuredämpfe mehr wahrnehmbar sind, anschließend mit Natriumcarbonatlösung (4.13) besprüht und an der Luft getrocknet.

7.4. Die eine Hälfte der Platte wird mit einer Glasplatte abgedeckt und der nicht abgedeckte Teil mit 0,05%iger Dithizonlösung (4.15) besprüht. Zink-Ionen werden durch Bildung rotvioletter Flecke angezeigt.

7.5. Dann wird die bereits besprühte Hälfte mit Pauly-Reagens (4.17) besprüht. Die p-Phenolsulfonsäure (R f -Wert etwa 0,26) wird als gelb-brauner, die m-Phenolsulfonsäure (R f -Wert etwa 0,45) als gelber Fleck im Chromatogramm sichtbar.

8.1. 10 g der Probe oder des Rückstandes (6) werden in einen 100-ml-Rundkolben eingewogen und mittels eines Rotationsverdampfers im Vakuum im Wasserbad von 40 °C annähernd zur Trocknung eingeengt.

8.2. Danach werden 10,0 ml (V 1 ) Wasser in den Kolben einpipettiert und der Abdampfrückstand (8.1) in der Wärme gelöst.

8.3. Die Lösung wird in einen Scheidetrichter (5.2) quantitativ überführt und die wässerige Lösung zweimal mit jeweils 20 ml Chloroform (4.2) extrahiert; die Chloroformphase wird nach jeder Extraktion verworfen.

8.4. Die wässerige Lösung wird durch einen Papierfilter filtriert und je nach dem erwarteten Gehalt an Phenolsulfonsäure 1,0 oder 2,0 ml (V 2 ) des Filtrats in einen 250-ml-Erlenmeyerkolben (5.3) eingegeben und mit destilliertem Wasser auf 75 ml verdünnt.

8.5. Anschließend werden 2,5 ml 36%ige Salzsäure (4.1) sowie 2,5 g Kaliumbromid (4.6) zugefügt, durchgemischt und die Lösung im Wasserbad auf 50 °C erwärmt.

8.6. Aus einer Bürette wird so viel 0,1 N Kaliumbromatlösung (4.10) hinzugefügt, bis die Farbe der 50 °C warmen Lösung nach gelb umschlägt.

8.7. Nach dem Zusatz weiterer 3,0 ml Kaliumbromatlösung (4.10) wird der Kolben verschlossen und 10 Minuten in ein Wasserbad (50 °C) eingestellt. Sollte nach 10 Minuten die Gelbfärbung der Lösung verschwunden sein, werden weitere 2,0 ml Kaliumbromatlösung (4.10) in den Kolben gegeben, dieser erneut mit dem passenden Stopfen verschlossen und weitere 10 Minuten in das Wasserbad eingestellt. Die Gesamtmenge (a) der zugegebenen Kaliumbromatlösung ist festzuhalten.

8.8. Die Lösung wird auf Zimmertemperatur abgekühlt, 2 g Kaliumjodid (4.5) zugegeben und durchgemischt.

8.9. Das gebildete Jod wird mit 0,1 N Natriumthiosulfatlösung (4.11) titriert. Zum Abschluß der Titration werden einige Tropfen Stärkelösung (4.12) als Indikator zugesetzt. Die verbrauchte Menge Natriumthiosulfat (b) ist festzuhalten.

a	=	Gesamtverbrauch in ml an 0,1 N Kaliumbromatlösung (8.7),
b	=	Verbrauch an 0,1 N Natriumthiosulfatlösung für die Rücktitration in ml (8.9),
m	=	Einwaage der Probe (des Rückstands) in g (8.1),
V1	=	Volumen der nach 8.2 erhaltenen Lösung in ml,
V2	=	Volumen des für die Analyse verwendeten gelösten Abdampfrückstands (8.4) in ml.

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(1) Siehe Norm ISO/DIS 5725.

Anlage 8

I. NACHWEIS VON OXIDATIONSMITTELN UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG VON WASSERSTOFFPEROXID IN HAARPFLEGEMITTELN

ZWECK UND ANWENDUNGSBEREICH

Die jodometrische Bestimmung von Wasserstoffperoxid in Kosmetika ist nur bei Abwesenheit anderer Oxidationsmittel, die mit Jodid Jod bilden, möglich. Vor einer jodometrischen Bestimmung von Wasserstoffperoxid müssen daher etwaige andere anwesende Oxidationsmittel erkannt und nachgewiesen werden. Dieser Nachweis gliedert sich in zwei Teile; der erste Teil erfaßt die Persulfate, Bromate sowie Wasserstoffperoxid und der zweite Teil Bariumperoxid.

A. NACHWEIS VON PERSULFATEN, BROMATEN UND WASSERSTOFFPEROXID

2.1. Referenzlösungen von 0,5 % (m/v) in Wasser:

2.1.1. Natriumpersulfat

2.1.2. Kaliumpersulfat

2.1.3. Ammoniumpersulfat

2.1.4. Kaliumbromat

2.1.5. Natriumbromat

2.1.6. Wasserstoffperoxid

2.2. Fließmittel A: 80 %iges Äthanol (v/v)

2.3. Fließmittel B: Benzol – Methanol – Isoamylalkohol – Wasser (34 + 38 + 18 + 10) (v/v/v/v)

2.4. Sprühmittel A: 10 %ige Kaliumjodidlösung (m/v) in Wasser

2.5. Sprühmittel B: 1 %ige Stärkelösung (m/v) in Wasser

2.6. Sprühmittel C: 10 %ige Salzsäure (m/m)

2.7. Salzsäure: 4 N

3.1. Papier für die Chromatographie (Whatman-Papier Nr. 3 oder Nr. 4 oder gleichwertiges Papier)

3.2. Mikropipette 1 l

3.3. Meßkolben 100 ml

3.4. Faltenfilter

3.5. Ausrüstung zur Durchführung der absteigenden Papierchromatographie

4.1. Wasserlösliche Erzeugnisse

4.2. Nicht vollkommen wasserlösliche Erzeugnisse

4.2.1. 1 bzw. 5 Gramm der Probe werden gewogen und in 50 ml Wasser suspendiert, beide Suspensionen mit Wasser auf 100 ml auffüllen und gut durchschütteln. Beide Suspensionen werden filtriert und von jedem Filtrat ein Mikroliter zur Durchführung der unter 5 beschriebenen Chromatographie verwendet.

4.2.2. Es sind erneut von jeder Probe zwei Suspensionen anzufertigen, indem 1 bzw. 5 Gramm in 50 ml Wasser suspendiert, mit verdünnter Salzsäure (2.7) angesäuert, mit Wasser auf 100 ml aufgefüllt und durchmischt werden. Die Suspensionen werden filtriert und ein Mikroliter von beiden Filtraten zur Durchführung der unter 5 beschriebenen Papierchromatographie verwendet.

4.3. Cremes

5.1. Zwei Chromatographiegefäße zur Durchführung der absteigenden Papierchromatographie mit einer geeigneten Menge des Fließmittels A (2.2) und B (2.3) füllen. Die Chromatographiegefäße werden wenigstens 24 Stunden lang mit den Dämpfen der Fließmittel gesättigt.

5.2. Auf einen 40 cm langen und 20 cm breiten Papierstreifen Whatman-Papier Nr. 3 (3.1) dieser kann auch ein anderes geeignetes Format haben – auf je einen Startpunkt 1 l der gemäß 4 und 2.1 zubereiteten Probe- und Referenzlösung auftragen und das Lösungsmittel an der Luft verdampfen lassen.

5.3. Das Chromatographiepapier (5.2) in das mit dem Fließmittel A (5.1) gefüllte Chromatographiegefäß hängen und chromatographieren, bis sich die Fließmittelfront in einem Abstand von 35 cm von der Startlinie befindet. Die hierzu erforderliche Laufzeit beträgt ungefähr 15 Stunden.

5.4. Die Vorgänge gemäß 5.2 und 5.3 mit Whatman-Papier Nr. 4 (oder gleichwertiges Papier) (3.1) und Fließmittel B wiederholen. Chromatographieren, bis die Fließmittelfront 35 cm von der Startlinie beträgt. Die hierzu erforderliche Zeit beträgt ungefähr 5 Stunden.

5.5. Nach Entwicklung werden die Papierstreifen aus den Chromatographiegefäßen herausgenommen und an der Luft getrocknet.

5.6. Die Verbindungen werden auf dem Chromatogramm durch Besprühen mit Dedektionsmitteln auf dem Papierstreifen sichtbar gemacht. Dabei ist wie folgt vorzugehen:

5.6.1. Zunächst mit Sprühmittel A (2.4) und kurz danach mit Sprühmittel B (2.5) besprühen. Zunächst erscheinen die Flecke der Persulfate und danach die des Wasserstoffperoxids auf dem Chromatogramm. Die Flecke sind mit Bleistift zu markieren.

5.6.2. Mit Sprühmittel C (2.6) werden die nach 5.6.1 erhaltenen Chromatogramme besprüht. Vorhandene Bromate werden auf dem Chromatogramm als grau-blaue Flecke sichtbar.

5.7. R f -Werte der Vergleichssubstanzen (2.1) unter den oben beschriebenen Bedingungen für die Fließmittel A (2.2) und B (2.3):

	Fließmittel A (2.2)	Fließmittel B (2.3)
Natriumpersulfat	0,40	0,10
Kaliumpersulfat	0,40	0,02 + 0,05
Ammoniumpersulfat	0,50	0,10 + 0,20
Natriumbromat	0,40	0,20
Kaliumbromat	0,40	0,10 + 0,20
Wasserstoffperoxid	0,80	0,80

B. NACHWEIS VON BARIUMPEROXID

– sofern keine Persulfate vorhanden sind (A), durch Hinzufügen von verdünnter Schwefelsäure in einen Teil der sauren Probelösung (B.4.1). Es entsteht ein weißer Bariumsulfatniederschlag. Barium-Ionen werden in der Probelösung (4.1) papierchromatographisch nach der unten beschriebenen Methode (5) nochmal nachgewiesen;

– falls Bariumperoxid und Persulfate gleichzeitig vorhanden sind (B.4.2), ist der Rückstand der Lösung alkalisch aufzuschließen und in HCl zu lösen. Der Nachweis von Barium-Ionen (B.4.2.3) erfolgt sowohl papierchromatographisch als auch durch Fällung als Bariumsulfat.

2.1. Methanol

2.2. 36 %ige (m/m) konzentrierte Salzsäure

2.3. Salzsäure 6 N

2.4. Schwefelsäure 4 N

2.5. Dinatriumrhodizonat

2.6. Bariumchlorid (BaCl 2 2H 2 O)

2.7. Natriumcarbonat, wasserfrei

2.8. 1 %ige Bariumchloridlösung in Wasser (m/v)

2.9. Fließmittel: Methanol/36 %ige Salzsäure/Wasser (80+10+10) (v/v/v/)

2.10. Sprühmittel: 0,1 %ige Dinatriumrhodizonatlösung in Wasser (m/v); die Lösung ist kurz vor Gebrauch frisch herzustellen.

3.1. Mikropipette 5 l

3.2. Platintiegel

3.3. Meßkolben 100 ml

3.4. Chromatographiepapier (Schleicher und Schüll 2043b, oder gleichwertiges). Zur Vorbereitung ist das Papier eine Nacht lang absteigend mit dem Fließmittel (B.2.9) zu chromatographieren (A.3.5) und danach zu trocknen.

3.5. Faltenfilter

3.6. Ausrüstung für die aufsteigende Papierchromatographie

4.1. Erzeugnisse, in denen keine Persulfate enthalten sind

4.1.1. 2 Gramm des Erzeugnisses werden in 50 ml Wasser suspendiert (auflösen). Der pH-Wert der Lösung wird mit Salzsäure auf etwa 1 eingestellt (B.2.3).

4.1.2. Die Lösung (Suspension) wird mit Wasser in einen 100-ml-Meßkolben überführt, mit Wasser bis zur Marke aufgefüllt und gemischt. Die Lösung wird, wie unter 5 beschrieben, papierchromatographisch untersucht.

4.2. Erzeugnisse, die Persulfate enthalten

4.2.1. 2 Gramm des Erzeugnisses werden in 100 ml Wasser suspendiert (auflösen) und filtriert.

4.2.2. In einem Platintiegel (B.3.2) wird dem getrockneten Rückstand das Sieben- bis Zehnfache seines Gewichts an Natriumcarbonat hinzugefügt (B.2.7), durchgemischt und so lange erhitzt, bis eine Schmelze entsteht (30 min.).

4.2.3. Die auf Raumtemperatur abgekühlte Schmelze wird in 50 ml Wasser suspendiert und filtriert (B.3.5).

4.2.4. Der Schmelzrückstand wird in 6 N Salzsäure (B.2.3) aufgelöst und mit Wasser auf 100 ml aufgefüllt. Diese Lösung wird für die nachstehend beschriebene papierchromatographische Analyse und für die Identifizierung der Bariumionen durch Fällung als Bariumsulfat verwendet.

5.1. In ein Chromatographiegefäß für aufsteigende Papierchromatographie wird eine geeignete Menge Fließmittel (B.2.9) gegeben und das Gefäß wenigstens 15 Stunden lang mit den Dämpfen des Fließmittels gesättigt.

5.2. Auf ein – in der in Punkt (B.3.4) beschriebenen Weise vorbehandeltes – Stück Chromatographiepapier werden auf drei Startpunkte jeweils 5 l der unter (B.4.1.2) und (B.4.2.4) hergestellten Lösungen und der Referenzlösung (B.2.8) gegeben.

5.3. Das Lösungsmittel an der Luft verdampfen lassen. Es wird aufsteigend chromatographiert, bis die Fließmittelfront 30 cm erreicht hat.

5.4. Das Chromatographiepapier ist aus der Chromatographierschale zu nehmen und an der Luft zu trocknen.

5.5. Die Flecke im Chromatogramm durch Aufsprühen des Sprühmittels (B.2.10) auf das Chromatogramm sichtbar machen. Ist Barium vorhanden, so entstehen rote Flecke mit einen Rf Wert von ungefähr 0,10.

C. DIE BESTIMMUNG VON WASSERSTOFFPEROXID

3.1. Schwefelsäure 2 N

3.2. Kaliumjodid

3.3. Ammoniummolybdat

3.4. Natriumthiosulfatlösung 0,1 N

3.5. 10 %ige Kaliumjodidlösung (m/v). Die Lösung kurz vor Gebrauch frisch herstellen.

3.6. 20 %ige Ammoniummolybdatlösung (m/v)

3.7. 1 %ige Stärkelösung (m/v)

4.1. Bechergläser 100 ml

4.2. Bürette 50 ml

4.3. Meßkolben 250 ml

4.4. Meßzylinder 25 und 100 ml

4.5. geeichte Pipette 10 ml

4.6. Erlenmeyerkolben 250 ml

5.1. 10 Gramm (m) des Erzeugnisses, das ungefähr 0,6 Gramm Wasserstoffperoxid enthält, werden in ein 100-ml-Becherglas eingewogen, mit Wasser in einen 250-ml Meßkolben überspült, bis zum Eichstrich mit Wasser aufgefüllt und gemischt.

5.2. Von der Probelösung (5.1) werden 10 ml in einen 250-ml-Erlenmeyerkolben (4.6) pipettiert und nacheinander 100 ml Schwefelsäure 2 N (3.1), 20 ml Kaliumjodidlösung (3.5) sowie drei Tropfen Ammoniummolybdatlösung (3.6) hinzugefügt.

5.3. Das gebildete Jod wird unmittelbar mit 0,1 N (3.4) Natriumthiosulfatlösung titriert. Kurz vor Erreichen des Äquivalenzpunktes sind einige Milliliter Stärkelösung als Indikator hinzuzufügen. Den in ml (V ml) ausgedrückten Verbrauch an 0,1 N Natriumthiosulfatlösung notieren.

5.4. In der Weise wie unter 5.2 und 5.3 angegeben, ist eine Blindbestimmung durchzuführen, bei der anstelle der 10 ml Probelösung 10 ml Wasser verwendet werden. Den Verbrauch an 0,1 N Natriumthiosulfatlösung bei der Blindbestimmung (Vo ml) notieren.

m	=	die Menge der untersuchten Ware in Gramm (5.1),
Vo	=	den in ml ausgedrückten Verbrauch an Natriumthiosulfatlösung bei der Blindbestimmung (5.4),
V	=	den in ml ausgedrückten Verbrauch an 0,1 N Natriumthiosulfatlösung bei der Titration der Probelösung (5.3).

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(¹) Siehe Norm ISO 5725.

Anlage 9

II. NACHWEIS UND HALBQUANTITATIVE BESTIMMUNG VON OXIDIERENDEN FARBSTOFFEN IN HAARFÄRBEMITTELN

Bezeichnung der Substanzen	Symbol
Phenylendiamine
1-2 Phenylendiamin (o)	(OPD)
1-3 Phenylendiamin (m)	(MPD)
1-4 Phenylendiamin (p)	(PPD)
Toluylendiamine
3-4 Toluylendiamin (o)	(OTD)
2-4 Toluylendiamin (m)	(MTD)
2-5 Toluylendiamin (p)	(PTD)
Diaminophenol
2-4 Diaminophenol	(DAP)
Hydrochinon
1-4 Dihydroxybenzol	(H)
a-Naphthol	(N)
Pyrogallol
1-2-3 Trihydroxybenzol	(P)
Resorcin
1-3 Dihydroxybenzol	(R)

3.1. absolutes Äthanol

3.2. Aceton

3.3. Äthanol 96° (v/v)

3.4. 25 %iges Ammoniak

(d = 0,91)

3.5. L(+)-Ascorbinsäure

3.6. Chloroform

3.7. Cyclohexan

3.8. technischer Stickstoff

3.9. Toluol

3.10. Benzol

3.11. primäres Butanol

3.12. sekundäres Butanol

3.13. 50 %ige unterphosphorige Säure

3.14. Diazoreagenzien: hier können verwendet werden

– 4-Nitro-1-benzoldiazon, versalzen und stabilisiert durch (beispielsweise) Chlorbenzolsulfonat-Ion (rouge 2 JN von Francolor oder ähnliches),

– 2-Chloro-4nitro-1-benzoldiazon, versalzen und stabilisiert durch (beispielsweise) Naphthalinbenzoat-Ion (NNCD Reagens – Nr. 74150 von Fluka oder ähnliches).

3.15. Silbernitrat

3.16. p-Dimethylaminobenzaldehyd

3.17. 2-5-Dimethylphenol

3.18. Ferrochlorid 6 H 2 O

3.19. 10 %ige Salzsäure

3.20. Vergleichssubstanzen

3.21. Vergleichslösungen (0,5 % m/v)

3.22. Laufmittel

3.22.1. Aceton – Chloroform – Toluol: 35-25-40 (v/v/v)

3.22.2. Chloroform – Cyclohexan – Absolutes Äthanol – 25 %iges Ammoniak: 80-10-10-1 (v/v/v/v)

3.22.3 Benzol – Sekundäres Butanol – Wasser: 50-25-25 (v/v/v). Die Mischung gut schütteln und nach Dekantierung bei Raumtemperatur (20 – 25 °C) die oberste Phase abnehmen.

3.22.4. Primäres Butanol – Chloroform und Reagens M: 7-70-23 (v/v/v). Bei 20 bis 25 °C sorgfältig dekantieren und die untere Phase verwenden.

25 %ige NH4OH (v/v) (3.4)	24 Teile
50 %ige unterphosphorige Säure (3.13)	1 Teil
H2O	75 Teile

3.23. Nachweismittel

3.23.1. Diazoreagens

3.23.2. Reagens nach Ehrlich

3.23.3. 2-5-Dimethylphenol-Ferrochlorid 6 H 2 O

3.23.4. Ammoniakalisches Silbernitrat

4.1. Laboratoriumsausrüstung für Dünnschichtchromatographie

4.1.1. Kunststoff- oder Glasschale, in der die chromatographische Platte während der Absitzung und bis zur Ausentwicklung unter Stickstoff gehalten werden kann. Diese Vorsichtsmaßnahme ist wegen der starken Oxidierbarkeit bestimmter Farbstoffe notwendig.

4.1.2. 10- l-Spritze (0,2-l-Einteilung) mit Nadel (gerades Ende) oder vorzugsweise ein automatisches Auftraggerät (50 l), derart am Stativ befestigt, daß die Platte unter Stickstoff gehalten werden kann.

4.1.3. Kieselgel-Fertigplatten von 0,25 mm Dicke auf Kunststoffilm 20 = 20 cm (Macherey und Nagel Kieselgel G-HR oder ähnliches).

4.2. Zentrifuge 4 000 U/min.

4.3. Zentrifugierröhrchen 10 ml mit Schraubverschluß.

5.1. Vorbehandlung der Proben

5.2. Chromatographie

5.2.1. Auftragen

1	2	3	4	5	6	7	8	9
R	P	H	PPD	DAP	PTD	OPD	OTD	MPD
MTD	alpha-N

5.2.2. Entwicklung

5.2.3. Nachweis

5.2.4. Identitätsprüfung

5.2.5. Halbquantitative Bestimmung

Anmerkungen:

6.1. Vergleichssubstanzen und -lösungen

6.1.1. -Naphthol ( -N)

6.1.2. 2-Aminophenol (OAP)

6.1.3. 3-Aminophenol (MAP)

6.1.4. 4-Aminophenol (PAP)

6.1.5. 2-Nitro-p-Phenylendiamin (2 NPPD)

6.1.6. 4-Nitro-o-Phenylendiamin (4 NOPD)

6.2. Laufmittel

6.2.1. 25%iges Äthylacetat-Cyclohexan-Ammoniak (65-35-0,50) (v/v/v)

6.3. Nachweismittel

6.4. Chromatographie

6.4.1. Wie auf Figur 1 angegeben, zwei Linien auf der Adsorptionsschicht einer dünnschichtchromatographischen Platte einzeichnen (4.1.3).

6.4.2. Unter Stickstoff (4.1.1) auf den Startpunkt 1 (Figur 1) bis 4 l Extrakt (5.1) auftragen. Die Menge hängt von der Intensität der auf dem Chromatogramm (5.2) erhaltenen Flecken ab.

6.4.3. Die nachgewiesenen beziehungsweise nach Punkt 5.2 vermeintlich nachgewiesenen oxidierenden Farbstoffe je zur Hälfte auf die Punkte 2 und 3 (Figur 1) auftragen. Der Abstand zwischen diesen Punkten beträgt 1,5 cm. Von sämtlichen Referenzlösungen mit Ausnahme von DAP 2 l auftragen, von DAP werden 6 l benötigt. Dies muß in Stickstoffatmosphäre geschehen.

6.4.4. Den unter 6.4.3 beschriebenen Vorgang bei den Startpunkten 4 und 5 (Figur 1) wiederholen und die Platte bis zur Durchführung der Chromatographie in Stickstoffatmosphäre aufbewahren.

6.4.5. Einen Chromatographierbehälter mit Stickstoff durchblasen und eine geeignete Menge Entwicklungslösung (3.22.2) einfüllen. Die Platte (6.4.4) in den Behälter stellen und bei Dunkelheit in der ersten Laufrichtung chromatographieren (Figur 1). Solange chromatographieren bis die Lösungsmittelfront mindestens 13 cm durchlaufen hat.

6.4.6. Die Platte aus dem Behälter nehmen und zur Verdampfung der Lösungsmittelreste wenigstens 60 Minuten lang in den mit Stickstoff ausgeblasenen Behälter legen.

6.4.7. Mit einem mit Meßskala versehenen Reagenzglas eine geeignete Menge des Laufmittels (6.2.1) in einem mit Stickstoff ausgeblasenen Behälter eingeben, dann die im Verhältnis zur ersten Elutionsrichtung um 90° gedrehte Platte in den Behälter einsetzen und in der zweiten Richtung bei Dunkelheit chromatographieren, bis die Lösungsmittelfront die auf der absorbierenden Schicht markierte Linie erreicht. Die Platte aus dem Behälter nehmen und das Lösungsmittel an der Luft verdampfen lassen.

6.4.8. Die Platte 10 Minuten lang in einem Chromatographierbehälter Joddämpfen (6.3) aussetzen und das zweidimensionale Chromatogramm anhand der zur gleichen Zeit chromatographierten Vergleichssubstanzen auswerten (Tabelle II).

6.4.9. Der Nachweis der nach 6.4.8 gefundenen oxidierenden Farbstoffe läßt sich zweifelsfrei dadurch erbringen, daß man die in 6.4.1 bis 6.4.8 einschließlich beschriebene Behandlung wiederholt, wobei man auf den Startpunkt 1 neben die in 6.4.2 vorgeschriebene Extraktmenge 1 l der in 6.4.8 nachgewiesenen Vergleichssubstanz aufbringt.

TABELLE II

Farben der Vergleichssubstanzen nach Chromatographie und Nachweis durch Joddämpfe

Vergleichs-substanzen
R
P
-N
-N
H
MPD
PPD
MTD
PTD
DAP
AOP
MAP
PAP
2-NNPD
4-NOPD

Anlage 10

III. NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG VON NITRIT

A. NACHWEIS

3.1. Verdünnte Schwefelsäure: Verdünne 2 ml konzentrierte Schwefelsäure

(d = 1,84) mit 11 ml destilliertem Wasser.

3.2. Verdünnte Salzsäure: Verdünne 1 ml konzentrierte Salzsäure

(d = 0,19) mit 11 ml destilliertem Wasser.

3.3. Methanol

3.4. Lösung von 2-Aminobenzaldehyd phenylhydrazon (Nitrin) in Methanol.

4.1. Becherglas 50 ml

4.2. 100-ml-Meßkolben

4.3. 125 ml braune Glasflasche

4.4. Glasplatte, 10 x 10 cm

4.5. Kunststoffspatel

4.6. Filtrierpapier, 10 x 10 cm

5.1. Verstreiche einen Teil der zu untersuchenden Probe gleichmäßig auf der Glasplatte, bis zu einer Dicke von nicht mehr als 1 cm.

5.2. Tränke ein Blatt Filterpapier (4.6) in destilliertem Wasser, lege dieses auf die Probe und drücke das Filterpapier mit einem Plastikspatel an (4.5).

5.3. Warte einige Minuten und benetze die Mitte des Filterpapiers:

5.4. Nach 5 bis 10 Sekunden entferne das Filtrierpapier und betrachte es gegen Tageslicht. Die Anwesenheit von Nitrit wird durch eine purpurrote Färbung angezeigt.

B. BESTIMMUNG

4.1. Klärlösungen: Diese Lösungen sind wöchentlich frisch herzustellen.

4.1.1. Carrez-I-Reagenz:

4.1.2. Carrez-II-Reagenz:

4.2. Natriumnitritlösung:

4.3. 1 N Natriumhydroxidlösung:

4.4. 0,2%-Sulfanilamid-Hydrochloridlösung:

4.5. 5-n-Salzsäure:

(d = 1,18) mit Wasser auf 1 000 ml verdünnen.

4.6. N-1-Naphthyläthylendiamin-Dihydrochloridreagenz

5.1. Analytische Waage

5.2. 100-, 250-, 500- und 1 000-ml-Meßkolben

5.3. Vollpipetten oder Meßpipetten

5.4. 100-ml-Meßzylinder

5.5. Faltenfilter, nitritfrei, Durchmesser 15 cm

5.6. Wasserbad

5.7. Spektrophotometer mit 1-cm-Küvetten

5.8. pH-Meßgerät

5.9. 10-ml-Mikrobürette

5.10. 250-ml-Becherglas

6.1. Wiege ungefähr 5 g der homogenisierten Probe auf 0,1 mg genau ein. Überführe sie mit heißem destilliertem Wasser quantitativ in einen 250-ml-Kolben und bringe das Volumen auf ungefähr 150 ml mit heißem destilliertem Wasser. Erwärme den Kolben 1/2 Stunde lang in einem Wasserbad von 80 °C. Während dieser Zeit ist gelegentlich umzuschütteln.

6.2. Kühle auf Raumtemperatur ab und füge nacheinander unter Umrühren 2 ml Carrez I (4.1.1) und 2 ml Carrez II (4.1.2) zu.

6.3. Bringe mit 1-N-Natronlauge (4.3) auf pH 8,3 (pH-Meßgerät benutzen). Überführe den Inhalt quantitativ in einen 250-ml-Meßkolben und fülle zur Marke mit destilliertem Wasser auf.

6.4. Vermische den Inhalt und filtriere durch ein Faltenfilter (5.5).

6.5. Pipettiere einen angemessenen aliquoten Teil (V ml) des klaren Filtrats, aber nicht mehr als 25 ml, in einen 100-ml-Meßkolben und fülle destilliertes Wasser bis zu einem Volumen von 60 ml hinzu.

6.6. Nach dem Durchmischen füge 10 ml Sulfanilamid-Hydrochloridlösung (4.4) und dann 6 ml der 5-n-Salzsäure (4.5) zu. Mische und lasse 5 Minuten stehen. Füge 2 ml des N-1-Naphthyläthylendiaminreagenz (4.6) hinzu, mische und lasse 3 Minuten stehen. Fülle bis zur Marke mit Wasser auf und schüttele durch.

6.7. Zur Herstellung einer Blindprobe wiederhole die Operationen nach 6.5 und 6.6 ohne Hinzufügung des N-1-Naphthylreagenz (4.6).

6.8. Bestimme (5.7) die Extinktion bei 538 nm, dabei ist der Blindwert nach 6.7 als Vergleich zu verwenden.

6.9. Entnehme aus der Eichkurve (6.10) den Natriumnitritgehalt in Mikrogramm pro 100 ml der Lösung (m 1 Mikrogramm), die der nach 6.8 gemessenen Extinktion entspricht.

6.10. Unter Verwendung der 10 g/ml Natriumnitritlösung (4.2) wird eine Eichkurve für die Konzentrationen 0, 20, 40, 60, 80, 100 g Natriumnitrit pro 100 ml hergestellt.

m	=	Masse der für die Untersuchung eingesetzten Probemenge in g (6.1),
m1	=	Natriumnitritgehalt in Mikrogramm, ermittelt nach 6.9,
V	=	ml-Filtrat verwendet für die Messung (6.5).

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(¹) Siehe Norm ISO 5725.

Anlage 11

NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG DES FREIEN FORMALDEHYDS

1.1. Nachweis

1.2. Bestimmung der Gesamtmenge durch Kolorimetrie mit Pentan-2,4-Dion (Acetylaceton):

1.3. Quantitative Bestimmung bei Anwesenheit von Formaldehyd-abspaltenden Stoffen:

3.1. Prinzip

3.2. Reagenzien

3.2.1. Fuchsin

3.2.2. Natriumsulfithydrat mit 7 H 2 O

3.2.3. Konzentrierte Chlorwasserstoffsäure (d = 1,19)

3.2.4. Schwefelsäure, etwa 2 n

3.2.5. Schiffs-Reagenz

3.3. Durchführung

3.3.1. In ein 10ml-Becherglas ca. 2 g der Probe einfüllen.

3.3.2. Zwei Tropfen H 2 SO 4 (3.2.4) und 2 ml Schiffs-Reagenz (3.2.5) hinzufügen. Dieses Reagenz muß zum Zeitpunkt der Anwendung absolut farblos sein. Schütteln, 5 Minuten stehenlassen.

3.3.3. Wird nach 5 Minuten eine rosa oder lila Färbung festgestellt, so liegt die enthaltene Formaldehydmenge über 0,01 %.

4.1. Prinzip

4.2. Reagenzien

4.2.1. Ammoniumacetat, wasserfrei

4.2.2. Konzentrierte Essigsäure

4.2.3. Frisch unter vermindertem Druck 25 mm Hg25° destilliertes Pentan-2,4-dion (Acetylaceton), das bei 410 nm keinerlei Absorption ergeben darf.

4.2.4. 1-Butanol

4.2.5. n-Chlorwasserstoffsäure

4.2.6. Chlorwasserstoffsäure, etwa 0,1 n

4.2.7. n-Natriumhydroxid

4.2.8. Stärkelösung, frisch hergestellt nach Ph. Eur., (1 g/50 ml Wasser). Zweite Ausgabe 1980, Teil I-VII-1-1.

4.2.9. Formaldehyd, 37-40 %ig

4.2.10. 0,1-n-Jodlösung (genau eingestellt).

4.2.11. 0,1-n-Natriumthiosulfatlösung (genau eingestellt).

4.2.12. Acetylaceton-Reagenz

– 150 g Ammoniumacetat (4.2.1),

– 2 ml Acetylaceton (4.2.3),

– 3 ml Essigsäure (4.2.2).

4.2.13. Reagenz (4.2.12) ohne Acetylaceton.

4.2.14. Formaldehyd-Stammlösung

4.2.15. Formaldhyd-(Anm.: richtig: Formaldehyd)Vergleichslösung

4.3. Geräte

4.3.1. Übliches Laborgerät.

4.3.2. „Phasentrennungs“-Filter WHATMAN 1 PS (oder ein gleichwertiger Filter).

4.3.3. Zentrifuge.

4.3.4. Wasserbad, 60 °C.

4.3.5. Spektrophotometer.

4.3.6. 1-cm-Glasküvetten.

4.4. Durchführung

4.4.1. Probelösung

– 10,00 ml der S-Lösung,

– 5,00 ml Pentan-2,4-dion Reagenz (4.2.12), mit entmineralisiertem Wasser auf 30 ml auffüllen.

4.4.2. Vergleichslösung

– 10,0 ml S-Lösung,

– 5,0 ml Reagenz (4.2.13), mit entmineralisiertem Wasser auf 30 ml auffüllen.

4.4.3. Blindlösung

4.4.4. Quantitative Bestimmung

4.4.4.1. Die Erlenmeyerkolben nach 4.4.1, 4.4.2 und 4.4.3 schütteln und 10 Minuten lang in ein Wasserbad von 60 °C eintauchen. Zwei Minuten in einem Kühlbad abkühlen lassen.

4.4.4.2. Den Inhalt jeweils in einen 50-ml-Scheidetrichter, der genau 10 ml 1-Butanol (4.2.4) enthält, überführen. Mit 3-5 ml Wasser nachspülen; die Mischung genau 30 Sekunden kräftig schütteln, dann abtrennen.

4.4.4.3. Die Butanol-Phase über „Phasentrennungs“ -Filter (4.3.2) in die Meßküvetten filtrieren. Auch das Zentrifugieren (3 000 g, 5 Min. lang) ist möglich.

4.4.4.4. Die Absorption A 1 der Probenlösung nach (4.4.1) gegen den Extrakt der Vergleichslösung nach (4.4.2) bei 410 nm messen.

4.4.4.5. Entsprechend die Absorption A 2 der Blindlösung nach (4.4.3) gegen 1-Butanol messen.

Anmerkung:	Sämtliche Arbeitsgänge sind innerhalb von 25 Minuten nach dem Eintauchen des Erlenmeyerkolbens in das 60 °C-Wasserbad durchzuführen.

4.4.5. Eichkurve

4.4.5.1. In einen 50-ml-Erlenmeyerkolben eingeben:

– 5,00 ml der verdünnten Stammlösung (4.2.14),

– 5,00 ml Acetylaceton-Reagenz (4.2.12), mit entmineralisiertem Wasser auf 30 ml auffüllen.

4.4.5.2. Weiter nach (4.4.4.5) verfahren; die Absorption gegen 1-Butanol (4.2.4) messen.

4.4.5.3. Das Verfahren mit 10, 15, 20, 25 ml verdünnter Stammlösung (4.2.14) wiederholen.

4.4.5.4. Den Nullwert (entsprechend der Färbung der Reagenzien) wie in (4.4.4.5) bestimmen.

4.4.5.5. Die Eichkurve nach Substraktion des Null-Wertes von den Absorptionswerten nach (4.4.5.1) und (4.4.5.3) zeichnen. Das Beersche Gesetz gilt bis 30 g Formaldehyd.

4.5. Darstellung der Ergebnisse

4.5.1. A 2 von A 1 abziehen und aus der Eichkurve (4.4.5.5) die in der Lösung (4.4.1) enthaltene und in g Formaldehyd ausgedrückte Menge C ablesen.

4.5.2. Den Formaldehydgehalt der Probe (% m/m) nach folgender Formel berechnen:

m = Masse der Probenahme in g.

4.6. Wiederholbarkeit ( 1 )

5.1. Prinzip

5.2. Reagenzien

5.2.1. Baker-Wasser oder Wasser gleichwertiger Qualität.

5.2.2. Ammoniumacetat, wasserfrei.

5.2.3. Konzentrierte Essigsäure.

5.2.4. Acetylaceton (bei 4 °C aufzubewahren).

5.2.5. Dinatriumphosphat, wasserfrei.

5.2.6. Orthophosphorsäure, 85 % (d = 1,7)

5.2.7. Methanol, Spektrographie-Qualität.

5.2.8. Dichlormethan, Spektrographie-Qualität.

5.2.9. Formaldehyd, 37 – 40 %ig.

5.2.10. n-Natriumhydroxid.

5.2.11. n-Chlorwasserstoffsäure.

5.2.12. 0,002-Chlorwasserstoffsäure.

5.2.13. Stärkelösung.

5.2.14. 0,1 n-Jodlösung (genau eingestellt).

5.2.15. 0,1 n-Natriumthiosulfatlösung (genau eingestellt).

5.2.16. Mobile Phase: 0,006 M Dinatriumphosphat (5.2.5) in wässriger Lösung auf pH 2,1 eingestellt mit Orthophosphorsäure (5.2.6).

5.2.17. Nach-Säulen-Reagenz

– 62,6 g Ammoniumacetat (5.2.2),

– 7,5 ml Essigsäure (5.2.3),

– 5 ml Acetylaceton (5.2.4)

5.2.18. Formaldehyd-Stammlösung

5.2.19. Formaldehyd-Vergleichslösung

5.3. Geräte

5.3.1. Übliches Laborgerät.

5.3.2. Eine pulsationsfreie HPLC-Pumpe (Applied Biosystems Pumpe, oder gleichwertige Pumpe)

5.3.3. Eine pulsationsfreie Niederdruckpumpe für das Reagenz (oder eine zweite HPLC-Pumpe, wie unter 5.3.2)

5.3.4. Ein Einspritzventil mit einer Schleife von 10 l (Valco oder gleichwertiges Einspritzventil)

5.3.5. Ein nach-Säulen-Modul (Applied Biosystems PCRS 520 oder gleichwertiges Modul) mit einem 1-ml-Reaktor

• 1-l-Kolbenheizgerät

• zwei Vigreux-Kolonnen 10 Böden 2 RIN 3 (luftgekühlt)

• rostfreies Rohr (für den thermischen Austausch) 1,6 mm – Innendurchmesser 0,23 mm, L = 400 mm

• Teflonrohr 1,6 mm – Innendurchmesser 0,30 mm. L = 5 m (siehe Anlage 2)

• 1 T-Stück ohne Totvolumen (Valco oder gleichwertiges T-Stück)

• 3 UNION-Verbindungsstücke ohne Totvolumen.

5.3.6. Acrodisch R CR 0,45 Filter (Gelman oder gleichwertiger Filter)

5.3.7. SEP PAK R C 18 -Hülse (Waters oder gleichwertige Hülse)

5.3.8. Fertigsäulen:

– Bischoff hypersil RP 18 (Typ NC Bezugsnummer C 25.46 1805)

– oder Dupont, Zorbax ODS

– oder Phase SEP, spherisorb ODS 2

5.3.9. Vorschaltsäule:

– Bischoff K 1 hypersil RP 18 (Bezugsnummer K1 G 6301 1805)

5.3.10. Säule und Vorschaltsäule sind durch ein ECOTUBE-System (Bezugsnummer A 15020508 Bischoff) oder ein gleichwertiges System zu verbinden.

5.3.11. Der Aufbau erfolgt nach dem als Anlage 2 beigefügten Schema.

5.3.12. Detektor, UV, sichtbar.

5.3.13. Aufzeichnungsgerät.

5.3.14. Zentrifuge.

5.3.15. Ultraschall-Bad.

5.3.16. Vibrationsmischer (Typ Vortex oder gleichwertiger Vibrationsmischer).

5.4. Durchführung

5.4.1. Eichkurve

– 1 ml der Standardlösung (5.2.18) verdünnt auf 20 ml (ungefähr 185 g/100 ml),

– 2 ml der Standardlösung (5.2.18) verdünnt auf 20 ml (ungefähr 370 g/100 ml),

– 5 ml der Standardlösung (5.2.18) verdünnt auf 25 ml (ungefähr 740 g/100 ml),

– 5 ml der Standardlösung (5.2.18) verdünnt auf 20 ml (ungefähr 925 g/100 ml).

5.4.2. Herstellung der Proben

5.4.2.1. Emulsionen (Cremes, Grundierungen, Eyeliner)

5.4.2.2. Lotionen, Shampoos

5.4.3. Bedingungen für die Chromatographie

– Durchsatz der mobilen Phase : 1 ml pro Minute,

– Durchsatz des Reagenz : 0,5 ml pro Minute,

– Gesamtdurchsatz am Ausgang des Detektors : 1,5 ml pro Minute,

– eingepritzte (Anm.: richtig: eingespritzte) Menge : 10 l

– Eluierungstemperatur : bei schwierigen Trennvorgängen unbedingt 0 °C. Dazu die Säule in Eiswasser eintauchen : Temperaturausgleich abwarten,

– Temperatur bei der nach-Säulen-Reaktion : 100 °C

– Erfassung : 420 nm

Anmerkung:	Das gesamte Chromatographie- und nach-Säulensystem ist nach Gebrauch mit Wasser auszuspülen. Wird das System mehr als zwei Tage nicht benutzt, ist nach dieser Spülung eine Spülung mit Methanol vorzunehmen. Vor einer erneuten Konditionierung des Systems ist mit Wasser zu spülen, um Rekristallisierungen zu vermeiden.

5.5. Berechnung

m = Masse der für die Untersuchung eingesetzten Probemenge in Gramm (5.4.2.1),

C = aus der Eichkurve (5.4.1) abgelesener Formaldehydgehalt in g/100 ml.

5.6. Wiederholbarkeit ( 1 )

Anlage I

ANFERTIGUNG DER „SCHLANGE“

ZUBEHÖR FÜR DIE HERSTELLUNG DER „SCHLANGE“

1 Holzspule:

– 1 feste Nadel (Typ Häkelnadel) zur Herstellung der Schlaufen aus dem Teflon-Rohr,

– Teflon-Rohr 1,6 mm – Innendurchmesser 0,3 mm – Länge : 5 Meter.

HERSTELLUNG DER „SCHLANGE“

Zu Beginn wird das Teflon-Rohr von oben nach unten in das Mittelloch der Spule geführt (dabei ca. 10 cm des Rohres auf der unteren Seite heraushängen lassen, so daß sich die Kordel während der Herstellung leicht nach unten ziehen läßt), dann für die erste Runde das Rohr um jede der vier Spitzen wickeln (siehe Abbildung 3).

Am Eingang und am Ausgang des Gerätes werden Zwingen und Kompressionsschrauben angebracht, es ist darauf zu achten, daß das Teflon beim Umwickeln nicht beschädigt wird.

Ab der zweiten Reihe wird das Rohr außen um jede Spitze gelegt und dann wie folgt eine Schlaufe gebildet: Mit Hilfe der festen Nadel (siehe Abbildung 4) das Rohr der unteren Reihe über das Rohr der oberen Reihe heben.

Dieser Vorgang ist an jeder der Spitzen unter Einhaltung der Reihenfolge 1 – 2 – 3 – 4 bis zu einer Kordellänge von 5 Metern bzw. bis zur gewünschten Länge zu wiederholen.

Etwa 10 cm des Rohres werden zum Abschluß der Kordel benötigt. Das Rohr durch jede der 4 Schlaufen führen und zum Abschluß der Kordel leicht zusammenziehen.

Anlage II

1 = HPLC-Pumpe (5.3.2.)

2 = Einspritzventil (5.3.4.)

3 = Säule mit Vorsäule

4 = Reagenz-Pumpe (5.3.3.)

5 = T-Stück ohne Torvolumen

5' = T-Stück (Vortex)

6-6' = Union-Verbindungsstück ohne Totvolumen

7 = Strickschlauch

7' = Reaktor

8 = Dreihalskolben mit siedendem Wasser

9 = Kolbenheizgerät

10 = Kühler

11 = Edelstahlkapillare – Wärmeaustauscher

11' = Wärmeaustauscher

12 = Detektor UV/VIS

13 = Nachsäulen-Modul PCRS 520

---

(¹) Siehe ISO-Norm 5725.

Anlage 12

BESTIMMUNG DES RESORCINGEHALTS IN SHAMPOOS UND HAARLOTIONEN

4.1. Salzsäure 25 % (m/m)

4.2. Methanol

4.3. Äthanol 96 % (v/v)

4.4. Kieselgel-Fertigplatten (Kunststoff oder Aluminium) mit fluoreszierendem Indikator und wie folgt entaktiviert: Fertigplatten mit Wasser besprühen, bis sie glänzen. Die besprühten Platten bei Raumtemperatur 1 bis 3 Stunden lang trocknen.

Anmerkung:	Wenn die Platten nicht entaktiviert sind, können durch irreversible Adsorption auf Silicium Resorcinverluste auftreten.

4.5. Fließmittel; Azeton-Chloroform-Essigsäure (20-75-5) (v/v/v)

4.6. Resorcin-Standardlösung; 400 mg Resorcin in 100 ml Äthanol 96% auflösen (1 ml entspricht 4 000 g Resorcin).

4.7. Interne Standardlösung; 400 mg 3,5-Dihydroxytoluol (DHT) in 100 ml Äthanol 96 % (1 ml entspricht 4 000 g DHT) lösen.

4.8. Standardmischung; 10 ml der Lösung 4.6 und 10 ml der Lösung 4.7 in einem 100-ml-Meßkolben mischen, bis zur Markierung mit Äthanol 96 % auffüllen und mischen (1 ml entspricht 400 g Resorcin und 400 g DHT).

4.9. Silylierungsmittel:

4.9.1. N, 0-bis-(Trimethylsilyl)-Trifluorazetamid (BSTFA)

4.9.2. Hexamethyldisilazan (HMDS)

4.9.3. Trimethylchlorsilan (TMCS)

5.1. Übliche Laborgeräte sowie Dünnschicht- und Gaschromatographieausrüstung

5.2. Laborglas

6.1. Vorbereitung der Probe

6.1.1. Eine Prüfmenge (m Gramm) des Produkts, das etwa 20 bis 50 mg Resorcin enthält, genau in einen 150-ml-Becher einwiegen.

6.1.2. Mit Salzsäure (4.1) ansäuern, bis die Mischung sauer ist (ca. 2 bis 4 ml sind notwendig), 10 ml (40 mg DHT) der internen Standardlösung (4.7) hinzufügen und vermischen. In einen 100-ml-Meßkolben mit Äthanol (4.3) geben, mit Äthanol bis zur Markierung auffüllen und vermischen.

6.1.3. 250 l der Lösung 6.1.2 als kontinuierliche Linie von etwa 8 cm Länge auf eine entaktivierte Silicafolie (4.4) auftragen.

6.1.4. 250 l der Standardmischung (4.8) in gleicher Weise (6.1.3) auf die gleiche Platte auftragen.