Real Decreto 983/2013, de 13 de diciembre, por el que se establecen cuatro certificados de profesionalidad de la familia profesional Agraria que se incluyen en el Repertorio Nacional de certificados de profesionalidad

– Seleccionar y manejar el instrumental quirúrgico según el tejido u órgano considerado con el fin de favorecer la realización del procedimiento quirúrgico y minimizar el daño a los tejidos.

– Aplicar técnicas de hemostasia que minimicen la pérdida de sangre durante el acto quirúrgico.

– Suturar la herida quirúrgica o los tejidos seleccionando el material de sutura en función del tipo de tejido y región anatómica considerada, de forma que favorezca la cicatrización y minimizar la aparición de complicaciones como la infección.

– Planificar la medicación antibiótica en función de la especie y procedimiento quirúrgico con el fin evitar la aparición de infecciones quirúrgicas.

– Canular vasos sanguíneos y conductos mediante el empleo de materiales y técnicas apropiadas al tipo de canulación y a la especie animal.

– Curar la herida quirúrgica con la frecuencia y técnica que requiera la misma.

Contenidos

1. Preparación de la cirugía en experimentación animal

– Planificación de la cirugía:

– Elección y disponibilidad de los animales

– Valoración preoperatoria del estado sanitario del animal

– Preparación del animal

– Comprobación de la disponibilidad de instalaciones quirúrgicas y pre- y post-operatorias

– Elección y preparación del instrumental quirúrgico, aparatos y accesorios

– Preparación del cirujano

– Selección del material quirúrgico:

– Agujas quirúrgicas.

– Material de sutura. Sutura absorbible y no absorbible.

– Otros accesorios quirúrgicos.

– Anatomía y fisiología general de órganos y sistemas de los animales de laboratorio.

– Datos anatómicos, fisiológicos y biológicos de los animales más utilizados en investigación

2. Aplicación de técnicas quirúrgicas básicas en procedimientos experimentales

– Conocimiento de técnicas quirúrgicas básicas en experimentación animal:

– Corte de la piel y otros tejidos

– Control del sangrado y de la desecación de tejidos y órganos

– Técnicas y nudos de sutura

– Aprendizaje de las técnicas quirúrgicas más comunes en la rata:

– Laparotomía

– Accesos a grandes vasos: vena yugular y arteria carótida

– Ovariohisterectomía

– Cesárea

– Castración: ovariectomía y orquiectomía

– Procedimientos quirúrgicos de obtención de muestras biológicas.

– Extracción de tejidos sólidos y realización de una biopsia.

– Perfusión de tejidos y órganos.

– Supervisión y cuidados postoperatorios:

– Cuidados de la herida

– Complicaciones quirúrgicas postoperatorias

– Protocolos de supervisión y determinación de criterios de punto final postquirúrgico de los animales.

– Supervisión diaria de la herida, desinfección y empleo de antibióticos.

– Utilización de analgesia postoperatoria

– Aplicación diaria de escalas de severidad

– Determinación del punto final y eutanasia

Orientaciones metodológicas

Para acceder a la unidad formativa 2 debe haberse superado la unidad formativa 1.

Para acceder a la unidad formativa 3 debe haberse superado la unidad formativa 2.

Criterios de acceso para los alumnos

Serán los establecidos en el artículo 4 del Real Decreto que regula el certificado de profesionalidad de la familia profesional al que acompaña este anexo.

MÓDULO FORMATIVO 3

Denominación: TÉCNICAS DE REPRODUCCIÓN EN ANIMALES UTILIZADOS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES.

Código: MF1738_3

Nivel de cualificación profesional: 3

Asociado a la Unidad de Competencia:

UC1738_3: Realizar técnicas de reproducción en animales utilizados en procedimientos experimentales.

Duración: 110 horas

UNIDAD FORMATIVA 1

Denominación: REPRODUCCIÓN Y CRÍA DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

Código: UF2468

Duración: 60 horas

Referente de competencia: Esta unidad formativa se corresponde con la RP1 y RP2.

Capacidades y criterios de evaluación

C1: Analizar tareas relacionadas con la reproducción de animales y colonias para experimentación según procedimientos habituales.

CE1.1 Describir la anatomía reproductiva del macho y de la hembra de las especies de animales de experimentación, identificando las peculiaridades de cada uno de ellos.

CE1.2 Describir la fisiología de la reproducción de los mamíferos y otras especies utilizadas como animales de experimentación, identificando sus características.

CE1.3 Definir conceptos empleados en genética de poblaciones: genotipo, fenotipo, consanguinidad, heterocigosis, relacionándolos con su aplicación en investigación.

CE1.4 Especificar los criterios para definir la variabilidad genética identificando los tipos de animales y colonias que se generan.

CE1.5 Explicar técnicas empleadas en el cruzamiento entre animales de modo que los descendientes obtenidos puedan ser empleados en investigación.

CE1.6 Describir el proceso de obtención de fetos aplicando la técnica de cesárea y el proceso de transferencia de embriones en las especies de animales de laboratorio.

CE1.7 En un supuesto práctico, con varias colonias de animales de las especies más comunes utilizadas en investigación, aplicando las técnicas apropiadas según la especie, identificar:

– Estado de celo.

– Diagnóstico de la cubrición.

– Gestación en las hembras.

CE1.8 En un supuesto práctico de la gestión de colonias de animales de experimentación utilizando una aplicación informática específica:

– Manejar el programa de gestión reproductivo en una unidad de animales de experimentación registrando los cruces y otros datos.

– Programar tareas reproductivas de cruces y destetes en las especies utilizadas en experimentación.

C2: Seleccionar procedimientos para establecer y mantener la definición genética de animales de experimentación, teniendo en cuenta los objetivos de un procedimiento experimental y el bienestar animal.

CE2.1 Describir los sistemas codificados de nomenclatura genética de los animales de experimentación atendiendo a criterios reconocidos internacionalmente.

CE2.2 Enumerar los tipos de modificación genética que se realizan en los animales de experimentación relacionando cada uno con su codificación e identificación.

CE2.3 Enumerar sistemas de identificación animal, así como el material y equipos que se emplean, explicando la forma de manipularlos.

CE2.4 Describir la técnica y momento de toma de muestras para su genotipado para confirmar la definición genética de los animales considerando el bienestar animal y normas de prevención de riesgos.

CE2.5 En un supuesto práctico, presentando diferentes resultados del genotipado de varios grupos de animales:

– Detectar los animales válidos para investigación.

– Detectar los animales no válidos para investigación.

– Detectar los animales que deben destinarse a actuar como reproductores para el mantenimiento de las líneas de la colonia.

– Indicar el destino de cada uno de esos animales.

CE2.6 Describir las bases de datos de animales modificados genéticamente y su acceso.

CE2.7 En un supuesto práctico de registro y consulta de datos sobre la definición genética de animales de experimentación: manejar bases de datos de animales modificados genéticamente.

Contenidos

1. Reproducción animal

– Anatomía del aparato reproductor masculino:

– Esquema del aparato reproductor masculino en mamíferos

– Órganos, conductos y vías, vesículas y glándulas

– Fisiología reproductiva masculina:

– Desarrollo y funcionamiento del aparato reproductor

– Espermatogénesis, almacenamiento y maduración de los espermatozoides

– Anatomía del aparato reproductor femenino:

– Esquema del aparato reproductor femenino en mamíferos

– Órganos y conductos

– Características anatómicas en las distintas especies de animales de experimentación

– Fisiología reproductiva femenina:

– Desarrollo y funcionamiento del aparato reproductor

– Oogénesis y ovulación

– Diferencias en la ovulación según la especie: espontánea o inducida

– Características reproductoras de los principales animales de laboratorio

– Vida fértil y edad óptima de cruce

– Periodo de gestación

– Celo postparto

– Pseudogestación

– Efecto Witten (sincronización del celo)

– Efecto Bruce

– Fisiología del celo, cubrición y gestación:

– Ciclo estral. Fases del ciclo

– Hembras poliestricas (anuales y estacionales), biestricas y monoestricas

– Cambios fisiológicos y comportamiento de las hembras durante el celo

– Influencia en la conducta sexual de los factores: Sociales, ambientales y fisiológicos

– Duración del celo y aspectos relacionados con la cubrición según especie animal

– Comprobación de la cópula: frotis vaginal o visualización del tapón vaginal

– Dónde y cómo se produce la fecundación. Formación del zigoto

– Fases de la gestación: huevo, embrión y feto

– Fisiología del parto. Cesárea.

– Etapas del parto: Dilatación, expulsión alumbramiento y puerperio

– Realización de una cesárea.

2. Gestión de colonias de animales de experimentación

– Poblaciones naturales y de laboratorio.

– Definición de poblaciones naturales y artificiales

– Elementos de genética de poblaciones. Selección de los progenitores

– Frecuencias génicas y genotípicas. Ley de Hardy-Weinberg

– Cría de animales de experimentación.

– Sistemas de cruce: monogámico, poligámico y harén

– Ventajas e inconvenientes de los distintos sistemas de cruce

– Protocolos de cruzamiento:

– Obtención de animales consanguíneos o Inbred: Programa de líneas paralelas o programa de línea simple

– Obtención de animales no consanguíneos u Outbred: Sistema Robertson y Sistema Rotativo o de Poiley

– Sistema al azar

– Programas de cría de registro y control informatizados de las colonias de animales

– Destete de animales de las especies utilizadas con mayor frecuencia en investigación.

– Tamaño de la camada

– Sexado

– Edad y peso al destete

– Realización de los lotes

– Etiquetado

– Cría de animales transgénicos.

– Elección de los progenitores, gestión informatizada, genotipado y crioconservación

– Organismos modificados genéticamente (OMG).

– Legislación y normativa actualizada sobre la utilización de OMG

– Precauciones y medidas de contención de animales modificados genéticamente según la especie

3. Genética de los animales de laboratorio

– Estandarización genética.

– Calidad del animal de experimentación: Interacción genotipo-ambiente

– Causas que justifican el control de la pureza genética: Mutaciones espontáneas e interacción accidental con otra cepa

– Prevención del control de la pureza genética: congelación de embriones y aislamiento físico

– Factores que afectan la composición genética de las poblaciones de laboratorio:

– Selección genética de los animales.

– Consanguinidad: concepto, aplicaciones, consecuencias en los animales.

– Deriva y variabilidad genética: Definición y consecuencias en la colonia.

– Animales homocigóticos y heterocigóticos:

– Manifestación de un Knock-out en homocigosis

– Mantenimiento de líneas transgénicas en heterocigosis y genotipado para detección de homocigóticos

– Categorías de animales de laboratorio en función de su constitución genética.

– Características de las líneas consanguíneas

– Líneas genéticamente estandarizadas: Líneas consanguíneas, Híbridos F1, coisogénicas, congénitas, consanguíneas recombinantes (RIS), congénitas recombinantes (RCS), consómicas y conplásticas. Líneas no consanguíneas

– Influencia de la genética sobre los resultados experimentales

– Aplicaciones específicas en investigación de las distintas categorías genéticas

– Nomenclatura e identificación de animales. Reglas de nomenclatura internacional

– Nomenclatura de las líneas consanguíneas.

– Nomenclatura de las líneas coisogéncas y congénitas

– Nomenclatura de las líneas consanguíneas recombinantes

– Nomenclatura de las líneas cogénicas recombinantes

– Nomenclatura de los ratones knock-out

– Nomenclatura de los roedores no consanguíneos

– Transgénesis y mutagénesis dirigida:

– Técnicas de obtención de animales transgénicos: Método de microinyección y Método del retrovirus

– Técnicas para generar mutaciones heredables en ratón

– Creación de ratones Knock-out

– Genotipado y fenotipado.

– Detección de la alteración genética mediante reacción en cadena de polimerasa (PCR)

– Equipos para PCR: termocicladorres

– Identificación del individuo

– Bases de datos fenotípicas internacionales

– Métodos de control de la pureza genética de los animales de experimentación:

– Marcadores bioquímicos

– Marcadores Inmunológicos

– Análisis del color del pelaje

– Injertos de piel

– Caracteres morfológicos (Osteometría)

– Caracteres reproductivos

– Marcadores de ADN. Fingerprinting de ADN. Análisis de microsatélites por PCR. Otras técnicas moleculares

– Bases de datos y bancos de animales transgénicos. Gestión a través de programas informáticos

– Registro de información individualizada de: Construcción, línea, generación, genotipo, sexo, color, edad, identificación, caracterización fenotípica, progenitores (genealogías), investigación de destino y responsable

UNIDAD FORMATIVA 2

Denominación: REPRODUCCIÓN ASISTIDA EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

Código: UF2469

Duración: 50 horas

Referente de competencia: Esta unidad formativa se corresponde con la RP3 y RP4.

Capacidades y criterios de evaluación

C1: Aplicar técnicas de obtención de gametos y embriones y de transferencia de los mismos en animales de experimentación según protocolos.

CE1.1 Describir protocolos de superovulación en hembras de las especies de animales utilizados en investigación para la obtención de óvulos viables en cantidad suficiente que garantice la optimización del proceso.

CE1.2 Explicar técnicas de extracción y conservación de gametos en especies de animales de experimentación indicando los errores que pueden comprometer la viabilidad de los mismos.

CE1.3 En un supuesto práctico de obtención de gametos mediante técnicas superovulación y obtención esperma para la producción de embriones siguiendo protocolos:

– Preparar y realizar inyecciones de preparados hormonales para inducir la superovulación en hembras de laboratorio.

– Extraer el oviducto y el epidídimo para la obtención de oocitos y espermatozoides.

– Preparar medios y placas de cultivo para el mantenimiento de gametos.

CE1.4 Explicar técnicas de inseminación artificial y fertilización in vitro para la obtención de embriones que garanticen el estatus genético y sanitario que previamente se ha requerido.

CE1.5 En un supuesto práctico de obtención de embriones siguiendo protocolos:

– Describir el proceso de recogida de embriones en diferentes estadios mediante las técnicas más utilizadas en animales de experimentación: lavado del oviducto o del útero.

– Detectar los embriones no viables.

– Detectar los embriones viables.

– Clasificar los embriones viables en función de su fase de desarrollo y su aspecto morfológico.

CE1.6 Describir el cultivo de embriones empleando las técnicas adecuadas a la especie y objetivos del cultivo para optimizar la preservación de los mismos.

CE1.7 Diferenciar técnicas de transferencia de embriones según la especie en las hembras receptoras.

CE1.8 En un supuesto práctico de transferencia de embriones siguiendo los protocolos establecidos.

– Seleccionar las hembras receptoras

– Preparar las hembras receptoras según la especie de la que se trate para sincronizar los celos con las hembras donantes.

– Determinar las características de los machos en el proceso según la especie con que se trabaje.

– Realizar la técnica de transferencia según la especie animal con que se trabaje.

C2: Aplicar técnicas de conservación «in vitro» de gametos y embriones de las especies de animales de experimentación mediante técnicas de criopreservación.

CE2.1 Definir las características de los medios y material para la criopreservación de gametos y embriones diferenciándolas según las necesidades de cada especie animal utilizada en investigación.

CE2.2 Describir los equipos para la criopreservación de gametos y embriones diferenciándolos según las necesidades de cada especie animal utilizada en investigación.

CE2.3 En un supuesto práctico para criopreservación de gametos según protocolos:

– Elegir el medio más adecuado a la especie animal de la que proceden los gametos o embriones.

– Elegir el equipo más adecuado a la especie animal de la que proceden los gametos o embriones.

– Realizar la técnica de criopreservación para gametos o embriones según el protocolo establecido.

– Conservar las muestras de gametos y embriones criopreservadas en condiciones específicas.

CE2.4 En un supuesto práctico para la identificación y gestión utilizando una aplicación informática específica: manejar el programa de gestión de muestras criopreservadas registrando códigos de identificación de las muestras y actualizando los datos registrados con movimientos de entradas y salidas de las mismas.

CE2.5 En un supuesto práctico de descongelación de muestras criopreservadas según protocolos para su utilización:

– Preparar las placas de cultivo adecuadas a la muestra y resultados que se pretenden obtener.

– Aplicar técnicas adecuadas a la especie de descongelación que no alteren la viabilidad de las muestras.

– Aplicar técnicas de cultivo de embriones en condiciones específicas.

Contenidos

1. Técnicas no naturales de reproducción

– Obtención de gametos y embriones:

– Lavado del epidídimo y los vasos deferentes y esperma eyaculado (lavaje de los cuernos uterinos)

– Lavado de oviducto y útero

– Conservación de espermatozoides, ovocitos y embriones

– Técnicas de reproducción asistida:

– Ventajas e inconvenientes de la inseminación artificial y la fertilización in vitro

– Técnicas de la Inseminación artificial:

– Inseminación por vía vaginal

– Inseminación por vía uterina

– Transferencia del esperma dentro del oviducto por procedimiento quirúrgico

– Etapas de la Inseminación artificial:

– Elección de las hembras con elevado índice de fertilidad

– Protocolo de superovulación

– Sincronización del celo – Inseminación al comienzo del estro

– Cruce de hembras con machos vasectomizados – pseudogestación

– Etapas y técnica de la fecundación in Vitro (FIV):

– Medios de cultivo de los gametos, incubación y fecundación

– Factores que influyen en la probabilidad de fecundación

– Selección y sistemas de control de embriones

– Transferencia de embriones: Implantación quirúrgica de los óvulos fecundados

– Rederivación de embriones:

– Objetivo: Mejorar la calidad sanitaria de los animales

– Protocolo de rederivación: Superovulación, fertilización natural y transplante de los embriones a una hembra pseudopreñada

2. Conservación y criopreservación de gametos y embriones

– Fundamentos de criobiología.

– Principios físicos: temperatura y cambios de estado

– Principios químicos: composición de los crioprotectores

– Principios biológicos: diferencias entre células, tejidos o especies

– Equipos y medios de crioconservación.

– Equipos de congelación: baños de alcohol, tanques de nitrógeno, congeladores programables, pajuelas, etc.

– Dos enfoques para la criopreservación: la congelación controlada (lenta y rápida) y la vitrificación (congelación ultra-rápida)

– Medios (crioprotectores): elección y concentración del medio en función de la técnica

– Objetivos y ventajas de la criopreservación de gametos y embriones:

– Prevención de la contaminación genética

– Limitación de la deriva genética por la variación en la frecuencia de los genes

– Mantenimiento de líneas transgénicas y mutantes a largo plazo

– Reducción de costes

– Control de las patologías asociadas al mantenimiento animales vivos

– Ventajas e inconvenientes de la crioconservación de espermatozoides o embriones:

– Tiempo

– Coste

– Recursos materiales

– Crioconservación de gametos y embriones.

– Congelación de esperma: crioprotectores, temperaturas y tiempos específicos

– Estrategias de congelación de oocitos: en estado inmaduro (en forma de vesícula germinal) y en estado maduro (después de la ovulación) bajo la forma de oocitos en metafase II, con mayor eficacia.

– Embriones: estadío-eficacia del sistema

– Sistemas de identificación, registro y mantenimiento de gametos y embriones criopreservados, bancos de embriones y gametos congelados

– Medidas preventivas y de protección durante el manejo de productos para la criopreservación.

– Control de calidad.

Orientaciones metodológicas

Para acceder a la unidad formativa 2 debe haberse superado la unidad formativa 1.

Criterios de acceso para los alumnos

Serán los establecidos en el artículo 4 del Real Decreto que regula el Certificado de profesionalidad al que acompaña este anexo

MÓDULO FORMATIVO 4

Denominación: PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS DE ANIMALES

Código: MF1739_3

Nivel de cualificación profesional: 3

Asociado a la Unidad de Competencia:

MF1739_3: Realizar procedimientos experimentales con órganos aislados, tejidos y células de animales.

Duración: 90 horas

Capacidades y criterios de evaluación

C1: Aplicar técnicas de mantenimiento de órganos aislados, tejidos y células animales mediante el empleo de equipos, soluciones y medios de cultivo específicos.

CE1.1 Especificar el funcionamiento y mantenimiento de estufas de cultivos, cabinas de flujo laminar, baños termostáticos de órganos, tejidos y células y tanques de criopreservación siguiendo instrucciones.

CE1.2 Describir las soluciones y medios, y sus características, comúnmente empleados para la obtención y mantenimiento de órganos, tejidos y células.

CE1.3 En un supuesto práctico de preparación de equipos, soluciones y medios de cultivo según protocolos:

– Revisar los equipos y fuentes de gases requeridos.

– Seleccionar y preparar las soluciones y medios adecuados para la obtención y mantenimiento de órganos, tejidos y células, en cabina de flujo laminar o poyata según protocolos.

– Realizar los cálculos y ajustes de osmolaridad y pH compatibles con el mantenimiento de órganos, tejidos y células.

CE1.4 Describir los protocolos de trabajo en cabina de flujo laminar y en poyata de laboratorio según condiciones de buenas prácticas de laboratorio.

CE1.5 Explicar los protocolos de manejo y lavado de placas de cultivos indicando los métodos empleados para evitar contaminaciones.

CE1.6 En un supuesto práctico de mantenimiento de órganos, tejidos y células según protocolos:

– Suministrar el oxígeno y dióxidos de carbono adecuados para el mantenimiento de órganos, tejidos y células.

– Ajustar la temperatura del medio.

– Manejar y preparar placas de cultivo para según protocolos y evitando contaminaciones.

– Manejar cultivos de células y material en cabina de flujo laminar.

C2: Aplicar técnicas de obtención de órganos o tejidos animales según protocolos habituales.

CE2.1 Describir la anatomía de los órganos y tejidos de los animales empleados en experimentación de forma aislada.

CE2.2 En un supuesto práctico de obtención de órganos y tejidos según protocolos:

– Realizar la disección del animal para la obtención de órganos y tejidos para su estudio o conservación.

– Perfundir el órgano con el medio oxigenado adecuado para el aislamiento y mantenimiento del mismo durante el procedimiento experimental.

– Eliminar los cadáveres, restos de tejidos y células animales.

CE2.3 Describir el método de obtención de muestras de tejido y su mantenimiento en medio oxigenado.

CE2.4 Indicar los métodos de digestión celular de tejidos obteniendo células viables.

CE2.5 En un supuesto práctico de obtención de células: obtener la muestra de tejido e incubarlo en medio de digestión adecuado para la obtención de células.

CE2.6 Describir los tipos de células y su identificación, métodos de selección y mantenimiento y conservación según fines experimentales y siguiendo protocolos.

CE2.7 Explicar las características de un cultivo celular y anomalías que puede presentar que indiquen un compromiso de su viabilidad.

CE2.8 En un supuesto práctico de mantenimiento de células según protocolos:

– Renovar medios de cultivo para mantener la viabilidad de las células con la periodicidad especificada en el protocolo.

– Revisar los cultivos celulares para identificar anomalías garantizando su viabilidad.

– Manipular los cultivos en condiciones de esterilidad y de prevención de contaminaciones en general (cruzadas y microbiológicas).

– Establecer cultivos de células a partir de alícuotas criopreservadas para la obtención de células viables.

C3: Aplicar técnicas de criopreservación de cultivos de células animales según protocolos para su conservación.

CE3.1 Explicar los principios de criopreservación de células y los equipos y medios empleados según protocolos para mantener su viabilidad.

CE3.2 Enumerar sistemas de identificación de cultivos celulares y fuentes o bancos de líneas celulares existentes haciendo una relación de los mismos.

CE3.3 Explicar el proceso de inmortalización de una línea celular analizando los pasos del procedimiento.

CE3.4 Describir la preparación de alícuotas de células para su criopreservación según procedimiento habitual.

CE3.5 En un supuesto práctico de criopreservación de células según protocolos y normas de seguridad:

– Preparar alícuotas de células en los envases correspondientes para su criopreservación.

– Identificar la muestra antes de su almacenamiento en un tanque de nitrógeno y registrarla.

– Verificar las muestras contenidas en el tanque de nitrógeno con el registro y revisar el nivel de nitrógeno.

– Revisar y realizar un llenado de nitrógeno manteniendo los niveles adecuados.

– Extraer muestras, identificarlas y descongelarlas para su estudio o manipulación.

CE3.6 Describir el protocolo de seguridad en la manipulación de nitrógeno y llenado de los tanques.

C4: Aplicar procedimientos experimentales con órganos aislados, tejidos y células animales que permitan obtener resultados de investigación.

CE4.1 Explicar principios de funcionamiento de baños de órganos, tejidos y células animales indicando las técnicas, equipos y material requerido.

CE4.2 En un supuesto práctico de realización de un procedimiento experimental con órganos, tejidos y células según protocolos:

– Preparar los equipos y medios necesarios para la perfusión y baño de órganos.

– Preparar una muestra de tejido para su exposición a sustancias.

– Preparar un cultivo de células para su exposición a sustancias.

– Almacenar y conservar las células y muestras obtenidas.

CE4.3 Describir las características de crecimiento o de viabilidad de células en un cultivo celular, especificando las técnicas para observar los resultados.

CE4.4 Describir los sistemas de registro de señales a partir de órganos, tejidos y células indicando su verificación y funcionamiento.

CE4.5 Clasificar los transductores de señales biológicas indicando los métodos de medida empleados para su detección.

CE4.6 En un supuesto práctico de obtención de datos de un procedimiento experimental con órganos, tejidos y células:

– Poner en funcionamiento y verificar un sistema de recogida de señales de un órgano o células.

– Obtener y almacenar los datos obtenidos utilizando sistemas informáticos.

– Emplear medios y técnicas de seguridad laboral requeridos para el manejo de muestras biológicas.

– Eliminar el material biológico según protocolo.

Contenidos

1. Cultivos de células, tejidos y órganos procedentes de animales

– Histología y fisiología celular básica.

– Concepto de morfología y fisiología

– Niveles de organización. Relación entre estructura y función

– Clasificación de los tejidos

– Proliferación y diferenciación celular. Adhesión celular.

– Concepto de proliferación y diferenciación celular (especialización)

– Factores reguladores: Señales endógenas y exógenas

– Contacto directo célula-célula. Moléculas de adhesión

– Tipos de células básicas y características tanto morfológicas como fisiológicas.

– Célula procariota: estructura y funciones básicas

– Célula eucariota: Organización, estructura y función de los diferentes orgánulos celulares, organización función del núcleo.

– Descripción de algunos tipos de células que se suelen utilizar en cultivos celulares: tumorales, epiteliales, Tejido conjuntivo, Tejido muscular, Tejido nervioso, Sangre, tejidos linfoides y Células madre.

– Métodos alternativos al empleo de animales en investigación.

– Ventajas de los ensayos in vitro: Ética y legislación, Control del medio extracelular, Homogeneidad de la muestra, Disminución del gasto y tiempo, objetivables y cuantificables, precisión, reproducibilidad, etc.

– Limitaciones: Excesiva sensibilidad, Límite de producción, Inestabilidad, Validación del modelo, etc.

– Obtención de células. Cultivos celulares primarios. Obtención de una línea celular.

– Sistemas para la obtención de células: Banco de células o aislamiento a partir de un tejido

– Métodos de aislamiento del tejido, disección/disgregación

– Requisitos especiales para el cultivo de células primarias

– Ventajas e inconvenientes de la utilización de células primarias.

– Conservación o mantenimiento células primarias. Requisitos especiales para el cultivo de células primarias.

– Evolución de las líneas celulares y líneas celulares inmortalizadas. Desarrollo de líneas celulares continuas.

– Tipos de líneas celulares establecidas. Células en monocapa y células en suspensión. Células inmortalizadas y transformadas

– Preparación de las líneas.

– Control de los cultivos celulares (pH, sobrecrecimiento, estado del medio, contaminación, etc.)

– Recuento de células. Preparación de células en suspensión y de células adherentes. Uso del hemocitómetro.

– Subcultivos de células. Curva de crecimiento.

– Métodos para aumentar la producción.

– Ventajas y desventajas de la líneas celulares estables

– Bases de datos y bancos de líneas celulares y material biológico:

– Qué es un banco de células

– Bancos internacionales más importantes: American Type Culture Collection (ATCC) y European Collection of Cell Cultures (ECACC), etc.

– Otros bancos de células: Banco Nacional de Líneas Celulares, etc.

– Anatomía básica de órganos y tejidos empleados en investigación in vitro.

– Órganos y tejidos más comunes: hígado, corazón, riñón, páncreas, branquias, encéfalo, piel, sangre, etc

– Ingeniería de tejidos

– Modelos con órganos y tejidos para procedimientos in vitro:

– Cultivo y baños de órganos

– Órganos perfundidos

– Explantes de órganos

– Órganos reconstituidos

– Ventajas e inconvenientes de los diversos tipos de modelos in vitro

– Cultivos de órganos:

– Disección de órganos y tejidos para su extracción.

– Baños de tejidos y órganos. Equipamiento y medios de conservación.

– Obtención de explantes. Tamaño de la muestra, Perfusión de la muestra y equipamiento

2. Manipulación de cultivos celulares y criopreservación

– Equipos y material empleados en los cultivos de células y su mantenimiento:

– Cabinas de flujo laminar: tipos (vertical y horizontal) y nivel de protección (clase I, II y III)

– Incubadores: mantenimiento del nivel de CO2, temperatura y humedad

– Microscopios: Estándar e invertidos con ópticas de contraste de fases

– Frigoríficos, congeladores (de -20º y -80º C) y equipo de criogenia (unidad de almacenamiento en nitrógeno líquido (-196º C) de líneas celulares)

– Equipos de esterilización y filtración: autoclaves, esterilización por gas, por calor seco, sistema de filtración, purificación de agua, etc.

– Otros instrumentos: Balanzas, Baño termostático, centrífugas refrigeradas y no refrigeradas, Equipos de purificación de agua, Micropipetas de volumen variable o de volumen fijo, pHmetro, Pipeteadores automáticos

– Recipientes para cultivos: Placas de Petri, Multiplacas, Frascos de Roux de diferentes formas y tamaños o Especiales, como las «roller bottles» o con portaobjetos

– Protocolos de trabajo en cabina de flujo laminar y en poyata de laboratorio.

– Inicio del trabajo en cabina: encendido y puesta a punto de la cabina, desinfección y recomendaciones para el trabajador.

– Durante la manipulación: distribución del material y utilización de la zona de trabajo, control del flujo y turbulencias de aire, actuación ante un vertido de material contaminado y alarmas.

– Al finalizar el trabajo: Limpieza, vaciado de material, apagado y cerrado de la cabina

– Mantenimiento: semanal (limpieza y desinfección de superficie y paredes, mensualmente (revisión de válvulas interiores) y anualmente se certificará por una entidad cualificada.

– Mesa de trabajo o poyata de laboratorio: orden, limpieza y desinfección

– Protocolos de manejo de placas de cultivos.

– Apertura del material estéril dentro de la cabina

– Marcaje de las placas en la tapa y en un lateral de la base, de manera distinta para cada placa, para evitar intercambiar tapas.

– Toma del medio con la pipeta y transferencia a la placa entreabierta (no retirar la tapa)

– Tratamiento como residuo según riesgo biológico del cultivo

– Áreas de un laboratorio de cultivo de tejidos.

– Área de preparación de medios: equipamiento

– Área de limpieza y esterilización: dimensiones mínimas, organización y equipamiento (máquinas de lavado de material y esterilizadores)

– Área de transferencia: cabina de flujo laminar/seguridad biológica y otros equipos

– Área de incubación o cámaras de crecimiento: control de iluminación, temperatura y humedad. Alarmas

– Lavado, esterilización y preparación de materiales:

– Vidrio: pipetas, probetas, vasos, matraces y botellas de vidrio para preparación, almacenamiento y clasificación de medios y reactivos

– Plástico: Cultivos en placas y botellas, tubos de ensayo para diferentes técnicas y preparación de alícuotas de los reactivos

– Lavado, preparación y esterilización del material: área específica del laboratorio, con el método y desinfectantes adecuados

– Métodos de esterilización: Calor directo, flameado; Calor seco, Horno Pasteur y Calor Húmedo, Autoclave

– Contaminaciones cruzadas y microbiológicas y su prevención.

– Principales contaminantes: microorganismos, otras líneas celulares del laboratorio y contaminación química

– Fuentes de la contaminación accidental: origen del cultivo tejido o células, proceso de manipulación del cultivo, empleo de reactivos biológicos contaminados, material contaminado y ambiente de trabajo

– Prevención para evitar contaminaciones: obtener siempre los cultivos de centros reconocidos que certifiquen el origen; trabajar bajo unas correctas normas de trabajo, limpieza y esterilidad, utilización de Inhibidores del crecimiento de los contaminantes (antibióticos y antifúngicos), etc.

– Características y naturaleza del sustrato en cultivos celulares.

– Tipos de sustratos

– Factores de adhesión celular

– Interacciones células–substrato: Medios semisólidos: matrices.

– Métodos de disgregación celular: mecánicos, químicos y enzimáticos

– Medios y reactivos de cultivo celular. Características principales, preparación y renovación.

– Características de los medios de cultivo celular: composición, osmoralidad, viscosidad, tensión superficial, especificidad, pH, capacidad tamponadora, esterilidad, etc.

– Componentes y suplementos: Agua, sales, glucosa, aminoácidos y vitaminas. Suero, factores de crecimiento y otros suplementos específicos. Indicador de pH. Pautas par el suplemento con antibioticos

– Tipos de medios. Medios libres de suero.

– Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar

– Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración) o esterilizados en autoclave

– Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar

– Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración), concentrados o esterilizables en autoclave

– Factores de crecimiento y supervivencia de células en cultivo.

– Hormonas y factores de crecimiento

– Suero. tipos; suero de ternera (CF), suero bovino fetal (FCS) el suero de caballo (HS) y suero humano (HuS). Sustitutivos del suero

– Factores que afectan a la supervivencia de las células en un cultivo

– Técnicas de mantenimiento de células en cultivo. Criopreservación de líneas celulares y métodos de identificación. Productos de criopreservación celular.

– Proceso de almacenamiento por congelación con agentes crioconservantes (glicerol, DMSO,...).

– Disminución progresiva de temperaturas hasta utilizar depósitos con nitrógeno líquido. Sistemas automáticos para la reducción progresiva y controlada de la temperatura.

– Factores que se favorecen con la criopreservación

– Identificación: Datos mínimos de indentificación de cada vial

– Procedimiento de descongelación

– Empleo de cultivos celulares con fines experimentales. Detección de actividad metabólica y toxicológica.

– Aplicaciones: estudio de las propias células, clonación, el cáncer, biología del desarrollo, investigación en biología celular y bioquímica, en farmacología y toxicología, obtención de anticuerpos u hormonas, técnicas diagnósticas, etc.

– Ventajas de la utilización de cultivos celulares en el campo de la toxicidad

– Limitaciones de los ensayos in Vitro para estudios de toxicidad

– Ensayos utilizados en pruebas de citotoxicidad: Pruebas citológicas: observación al microscopio, Pruebas bioquímicas. Pruebas de viabilidad (de respuesta inmediata o de corto plazo y de respuesta a largo plazo o de supervivencia)

– Células asesinas

– Requisitos de las pruebas de citotoxicidad

– Preparación de las células efectoras y diana

– Prueba de citotoxicidad

– Resultados e interpretación

3. Procedimientos experimentales con órganos aislados, tejidos y células animales

– Experimentos con cultivos de tejidos de origen animal mediante su exposición a sustancias o elementos terapéuticos o tóxicos.

– Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos con tejidos y órganos diana. Aplicaciones

– Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos de células (primarias o líneas establecidas). Aplicaciones

– Técnicas de valoración del crecimiento y la viabilidad celular.

– Rojo neutro

– Prueba MTT

– Liberación al medio de la láctico deshidrogenasa (LDH)

– Ensayos de fluorescencia

– Toxicidad relativa: (concentración efectiva en el 50 % de las células)

– Recolección de células y sus productos.

– Recolección de las células de los cultivos: centrifugación continua o filtración y extracción en régimen continuo

– Sistemas cromatográficos para el aislamiento y purificación de las toxinas. Equipos relacionados

– Prevención de riesgos laborales en la manipulación de órganos, tejidos y células.

– Principales riesgos biológicos

– Evaluación de riesgos: Propiedades intrínsecas del cultivo celular, como resultado de la modificación genética, como resultado de una infección con agentes patógenos. Condiciones de trabajo

– Normas de trabajo en los laboratorios de cultivos celulares

4. Instrumentación y métodos de registro de señales a partir de órganos aislados, tejidos y células animales

– Procesamiento de señales:

– Esquema general: transductor, amplificador y sistema de registro

– Equipos de espectroscopia de Bioimpedancia eléctrica

– Equipos de medida de la biomasa

– Transductores: de fuerza, de presión, de temperatura.

– Electrodos para biopotenciales y bioquímicos.

– Ruidos en la salida de datos y métodos de filtrado.

– Programas informáticos de recogida de datos.

Criterios de acceso para los alumnos

Serán los establecidos en el artículo 4 del Real Decreto que regula el Certificado de profesionalidad al que acompaña este anexo

MÓDULO FORMATIVO 5

Denominación: ANÁLISIS DE LABORATORIO EN MUESTRAS BIOLÓGICAS ANIMALES

Código: MF1586_3

Nivel de cualificación profesional: 3

Asociado a la Unidad de Competencia:

MF1586_3: Recoger muestras biológicas animales y realizar análisis de laboratorio

Duración: 90 horas

Capacidades y criterios de evaluación

C1: Aplicar técnicas de recogida de muestras biológicas animales identificando al animal al que corresponden y las pruebas solicitadas.

CE1.1 Explicar las condiciones para la recogida de muestras, su identificación y conservación hasta su procesamiento siguiendo los protocolos normalizados de trabajo.

CE1.2 Relacionar cada muestra con el recipiente en que debe ser recogida así como los aditivos para su procesamiento en función de los parámetros a determinar.

CE1.3 Describir métodos de identificación de animales y muestras que eviten errores en la adjudicación de resultados de los análisis.

CE1.4 En un supuesto práctico de recogida de una muestra biológica siguiendo un protocolo:

– Identificar el instrumental y recipientes utilizados para la toma de muestras, según el tipo de muestra y los análisis solicitados.

– Recoger la muestra obtenida en el recipiente indicado e identificar el animal del que procede y los análisis a realizar.

CE1.5 Explicar la exclusión o rechazo de las muestras recogidas o recibidas dependiendo de criterios establecidos.

C2: Aplicar técnicas de preparación de equipos, reactivos y muestras animales para el análisis de laboratorio siguiendo protocolos.

CE2.1 Enumerar los principales reactivos empleados en el procesado de muestras biológicas animales.

CE2.2 Explicar el empleo de disoluciones y diluciones en el análisis de muestras animales.

CE2.3 Clasificar los principales equipos empleados en el procesado y análisis de muestras biológicas.

CE2.4 Describir el control de calidad requerido en un laboratorio de análisis clínicos según protocolos habituales.

CE2.5 En un supuesto práctico en el que se proporciona una muestra de sangre o un reactivo:

– Centrifugar la muestra de sangre obteniendo diferentes fracciones.

– Resolver problemas de disoluciones y diluciones aplicando cálculos matemáticos.

– Preparar reactivos siguiendo las indicaciones del protocolo.

– Realizar diluciones a partir de una muestra consiguiendo que los valores de los parámetros analizados estén dentro de los rangos detectables.

CE2.6 Explicar las condiciones de preparación, de transporte y de conservación de las muestras en función del tipo de muestra y de la demora estimada para la realización del análisis.

C3: Describir y aplicar técnicas de análisis hematológico y bioquímico en muestras de sangre de animales, siguiendo procedimientos normalizados de trabajo.

CE3.1 Describir los elementos que componen la sangre y las principales funciones de la misma.

CE3.2 Explicar los parámetros a analizar en la serie eritroide (número de eritrocitos, hemoglobina, hematocrito) y calcular índices a partir de los mismos, utilizando ejemplos de resultados analíticos dentro y fuera de los rangos de normalidad.

CE3.3 Describir las formas celulares sanguíneas en función de la especie.

CE3.4 Describir las determinaciones bioquímicas más significativas que se realizan utilizando las técnicas protocolizadas.

CE3.5 Describir el significado de las principales determinaciones bioquímicas, relacionándolas con las funciones de los aparatos y sistemas corporales.

CE3.6 Definir los conceptos de blanco, calibrador y control indicando sus diferencias y su función.

CE3.7 En un supuesto práctico de análisis de sangre a partir de muestras de diversas especies animales:

– Realizar tinciones de frotis sanguíneo con los procedimientos habituales.

– Manejar los aparatos disponibles en el laboratorio, preparándolos para que se pueda obtener resultados fiables.

– Realizar un control de calidad interno de los resultados con los calibradores y controles.

– Adoptar las medidas de prevención teniendo en cuenta normas de seguridad.

C4: Describir y aplicar técnicas de obtención y preparación de muestras citológicas de tejidos animales, siguiendo procedimientos normalizados de trabajo.

CE4.1 Describir las características de las técnicas empleadas para obtener muestras mediante diferentes sistemas: impronta, raspado cutáneo, frotis y punción-aspiración con aguja fina (PAAF).

CE4.2 Explicar las técnicas de procesado de las muestras histológicas y citológicas que permitan realizar los estudios o análisis solicitados, detallando las más utilizadas.

CE4.3 Enumerar los tipos de tinción más usados dependiendo del tipo de muestra y estudio solicitado.

CE4.4 En un supuesto práctico de procesado de muestras citológicas preparándolas para su estudio:

– Realizar extensión de citologías con los procedimientos determinados en los protocolos.

– Realizar procedimiento de fijación y tinción de muestras siguiendo los procedimientos establecidos.

– Adoptar las medidas de prevención teniendo en cuenta normas de seguridad.

C5: Describir y aplicar técnicas de obtención y procesado de muestras de orina de animales siguiendo procedimientos normalizados de trabajo.

CE5.1 Describir los criterios de calidad en la toma de muestras de orina según protocolos establecidos.

CE5.2 Describir las características normales de una muestra de orina, enumerando las determinaciones analíticas a realizar en el urianálisis ordinario.

CE5.3 En un supuesto práctico de procesamiento de una muestra de orina para su análisis: centrifugar en el laboratorio muestras de orina obteniendo sus diferentes fracciones.

CE5.4 Utilizar aplicaciones informáticas registrando los resultados del análisis de orina en la base de datos para incorporarlos a la ficha clínica del animal.

CE5.5 Describir con un esquema básico el procesamiento de una muestra de orina para análisis microbiológico utilizando un diagrama de flujo del proceso.

C6: Detallar los métodos de análisis cualitativo y cuantitativo de muestras de heces procedentes de diversas especies animales, siguiendo procedimientos normalizados de trabajo.

CE6.1 Describir el protocolo de procesamiento de muestras de heces en función del análisis solicitado.

CE6.2 Explicar las técnicas utilizadas en el diagnóstico parasitológico, haciendo hincapié en las más frecuentes y en función de la sospecha clínica.

CE6.3 Reconocer las técnicas de siembra y aislamiento de microorganismos relacionándolas con el tipo de muestra.

CE6.4 En un supuesto práctico de manejo de aplicaciones informáticas: registrar los resultados del análisis de heces en la base de datos para incorporarlos a la ficha clínica del animal.

C7: Especificar métodos de procesamiento de otras muestras biológicas procedentes de diversas especies animales, para su estudio bioquímico, microbiológico o de anatomía patológica, siguiendo procedimientos normalizados de trabajo.

CE7.1 Describir las características de muestras de semen, líquidos orgánicos y otras muestras biológicas y su procesamiento según el análisis solicitado.

CE7.2 Describir los métodos de conservación y preparación de las muestras para su envío a un laboratorio externo de forma que mantengan inalterados los valores objeto de análisis.

CE7.3 En un supuesto práctico en el que se utilizan aplicaciones informáticas para el registro de datos de los análisis realizados: introducir los resultados analíticos en la base de datos para incorporarlos a la ficha clínica del animal y obtener los informes requeridos.

C8: Identificar los medios de protección personal para prevenir riesgos laborales y los sistemas de eliminación de los residuos generados en condiciones de seguridad y cumpliendo la normativa que regula la gestión de residuos biológicos.

CE8.1 Describir los factores y situaciones de riesgo para la salud y la seguridad en las áreas de trabajo.

CE8.2 Enumerar los medios de protección personal para la prevención de riesgos laborales en el laboratorio cuando se maneja material biológico y productos químicos tóxicos o peligrosos.

CE8.3 Relacionar las medidas preventivas utilizadas en el laboratorio con los medios de prevención establecidos por la normativa.

CE8.4 Identificar las normas para la eliminación de los residuos biológicos generados en la actividad, interpretando la legislación.

Contenidos

1. Manipulación, procesamiento, conservación y transporte de muestras biológicas animales

– Materiales y equipos básicos del laboratorio de análisis clínicos.

– Generales: agitadores, homogeneizadores, centrífugas, balanzas, pipetas, dispensadores, baños termostáticos, incubadoras, autoclaves, estufa, pHmetros, entre otros

– Análisis químicos: cromatógrafos, espectrómetros, HPLC

– Análisis bioquímicos: analizadores automatizados, espectrofotómetros

– Análisis hemáticos: hemocitómetros, lupas, coagulómetros, tromboelastógrafos,

– Análisis microbiológicos: cabinas de cultivos, incubadoras, estufas

– Organización general de un laboratorio y de sus secciones

– Reactivos de laboratorio.

– Disolventes

– Anticoagulantes

– Tampones

– Fijadores

– Alcoholes

– Tinciones

– Material de protección, seguridad y contenedores para eliminación de residuos.

– Equipos de protección individual y colectivos (EPIs, cabinas, SAS, presión diferencial)

– Protocolos de actuación. Normativa específica relativa a la gestión de residuos biosanitarios.

– Tipos de contenedores.

– Eliminación selectiva de residuos.

– Operaciones básicas de laboratorio.

– Preparación de disoluciones y diluciones.

– Resolución de problemas.

– Centrifugación de muestras.

– Tipos de muestras: sangre, orina, LCR, semen, exudados u otros.

– Métodos de obtención.

– Métodos de conservación.

– Métodos de procesado.

– Parámetros comunes analizables en las muestras biológicas.

– Óptico (macros y microscópico)

– Químicos

– Bioquímico y hematológico

– Procesamiento de muestras en función de las mismas.

– Según el origen y objetivo

– Fraccionamiento

– Conservación

– Análisis cuantitativo y cualitativo.

– Analizadores

– Técnicas cuantitativas

– Técnicas cualitativas

– Determinación analítica. Batería de pruebas.

– Disolventes

– Anticoagulantes

– Tampones

– Fijadores, alcoholes

– Tinciones

– Errores de manipulación.

– Físicos

– Químicos

– Humanos

– Biológicos

2. Estudio de muestras animales de sangre, orina, heces y otros fluidos corporales

– Estudio de la sangre.

– Características generales de la sangre.

– Elementos formes, plasma y suero. Morfología de los elementos celulares de la sangre. Órganos y tejidos hematopoyéticos.

– Factores que condicionan la muestra

– Hematopoyesis. Características del plasma. Proteínas plasmáticas.

– Hemostasia y coagulación.

– Recomendaciones preanalíticas en el manejo de sangre

– Obtención de muestras de sangre para estudio: citológico, de coagulación, parasitológico, bioquímico, inmunológico y microbiológico

– Parámetros analizables a partir de una muestra sanguínea

– Principios de fisiopatología de la sangre

– Estudio de la orina.

– Características generales de la orina.

– Obtención de una muestra de orina para: estudio rutinario, cuantificación de sustancias o elementos formes y microbiológico

– Fisiopatología de la orina. Análisis de rutina de la orina.

– Estudio del sedimento urinario. Otras determinaciones analíticas en orina.

– Errores que pueden alterar los resultados. Interpretación de resultados.

– Estudio de las heces.

– Características generales de las heces.

– Obtención de una muestra de heces para: detección de sangre oculta, sustancias o elementos formes, análisis microbiológico y parasicológico

– Análisis de muestras fecales. Fisiopatología de las heces.

– Determinaciones de laboratorio en el estudio de las muestras fecales.

– Errores que pueden alterar los resultados. Interpretación de resultados.

– Estudio de otros fluidos corporales:

– Métodos de obtención y manejo de muestras de: semen, saliva, mucosas, exudados y otros líquidos orgánicos (líquido cefalorraquídeo, peritoneal, pleural, articular, etc.).

3. Procesamiento de muestras animales para su estudio anatomo-patológico

– Tipos de muestras para el estudio anatomo-patológico.

– Frescas, conservadas,…

– Procesado, tinción, conservación

– Métodos y técnicas para la obtención de las muestras.

– Punción Aspiración con Aguja Fina (PAAF).

– Biopsia

– Asepsia

– Procesamiento de muestras para estudio histológico. Instrumentos y materiales utilizados.

– Automatizado o manual (corte, deshidratación, inclusión, fijación)

– Equipos (micrótomos, baños, microscopios…)

– Procesamiento de muestras para estudio citológico. Instrumentos y materiales utilizados.

– Deshidratación (química, térmica,…)

– Fijación (química, térmica, …)

– Tinción

4. Prevención de riesgos laborales en el laboratorio de análisis de muestras animales

– Factores de riesgo en el manejo de muestras biológicas.

– Biológicos

– Físicos

– Químicos

– Legislación sobre prevención de riesgos laborales y sobre gestión de residuos.

– Legislación y normativa actualizada sobre clasificación, envasado y etiquetado de preparados peligrosos

– Legislación y normativa actualizada sobre la declaración de sustancias nuevas y clasificación, envasado y etiquetado de sustancias peligrosas

– Legislación y normativa actualizada sobre el Reglamento de almacenamiento de productos químicos y sus instrucciones técnicas complementarias

– Medios de protección personal en el laboratorio y medidas de higiene.

– Medidas generales relativas al local

– Precauciones durante el desarrollo del trabajo

– Reglas de higiene personal

– Revisiones médicas del personal

Criterios de acceso para los alumnos

Serán los establecidos en el artículo 4 del Real Decreto que regula el Certificado de profesionalidad al que acompaña este anexo

MÓDULO FORMATIVO 6

Denominación: ANÁLISIS DE BIOLOGÍA MOLECULAR EN MUESTRAS BIOLÓGICAS

Código: MF1740_3

Nivel de cualificación profesional: 3

Asociado a la Unidad de Competencia:

UC1740_3: Realizar análisis de biología molecular en muestras biológicas.

Duración: 120 horas

UNIDAD FORMATIVA 1

Denominación: TÉCNICAS DE SEPARACIÓN DE ADN, ARN Y PROTEINAS DE MUESTRAS BIOLÓGICAS

Código: UF2470

Duración: 60 horas

Referente de competencia: Esta unidad formativa se corresponde con la RP1, RP2, RP4 y RP7.

Capacidades y criterios de evaluación

C1: Aplicar técnicas de extracción, cuantificación y purificación del ADN y/o ARN en muestras biológicas, siguiendo protocolos y normas de seguridad.

CE1.1 Definir la estructura y función del ADN y ARN estableciendo las diferencias entre los mismos.

CE1.2 Citar el equipamiento, material auxiliar y reactivos para la extracción, cuantificación y purificación del ADN y/o ARN, indicando su manejo y precauciones a tomar con cada uno de ellos.

CE1.3 Explicar los conceptos de calibración y control de los sistemas de medida y la incertidumbre de medida indicando su finalidad.

CE1.4 Definir la ley de Lambert-Beer indicando sus aplicaciones en la espectrofotometría de absorción ultravioleta-visible y en la cuantificación de ADN.

CE1.5 En un supuesto práctico de preparación de muestras y reactivos según protocolos para análisis de ADN y ARN:

– Realizar diluciones, reconstituciones y disoluciones marcadas en protocolos.

– Realizar procedimientos previos a la extracción de ADN y/o ARN, de homogenización, centrifugación u otros.

CE1.6 Describir técnicas de extracción, cuantificación y purificación del ADN y ARN de muestras biológicas según protocolos.

CE1.7 Enumerar causas de degradación del ARN en el proceso de su extracción indicando las precauciones que deben tomarse para evitarla.

CE1.8 En un supuesto práctico de análisis de ADN y/o ARN según protocolos:

– Realizar la extracción, cuantificación, purificación y almacenamiento del ADN.

– Realizar la extracción, comprobación, cuantificación, purificación y almacenamiento del ARN.

C2: Aplicar técnicas de extracción, cuantificación y purificación de proteínas en muestras biológicas, siguiendo protocolos y normas de seguridad.

CE2.1 Definir la estructura y tipos de proteínas indicando sus funciones.

CE2.2 Describir los fundamentos de la traducción a proteínas explicando el dogma de la biología molecular: replicación, transcripción y traducción.

CE2.3 Explicar las modificaciones postraduccionales de las proteínas indicando sus consecuencias funcionales.

CE2.4 Citar el equipamiento, material auxiliar y reactivos para la extracción, cuantificación y purificación de proteínas indicando su manejo y las precauciones a tomar con cada uno de ellos.

CE2.5 En un supuesto práctico de preparación de muestras y reactivos según protocolos para análisis de proteínas:

– Realizar las diluciones, reconstituciones y disoluciones necesarias.

– Realizar los procedimientos previos a la extracción de proteínas, de homogenización, centrifugación u otros.

CE2.6 Explicar los métodos Bradford, Lowry y otros empleados en la cuantificación de proteínas indicando materiales y aplicación de la técnica.

CE2.7 En un supuesto práctico de análisis de proteínas según protocolos:

– Realizar la extracción por método manual o automático, la cuantificación, la purificación y el almacenamiento de proteínas.

– Contrastar los valores obtenidos con los esperados.

C3: Aplicar técnicas de separación y purificación de fragmentos de ADN y de proteínas, mediante electroforesis.

CE3.1 Indicar técnicas electroforéticas especificando las utilizadas en análisis de ADN y proteínas.

CE3.2 Definir los fundamentos básicos de la electroforesis explicando los factores que influyen en la técnica: el campo eléctrico, las muestras, el tampón y el soporte, entre otros.

CE3.3 Describir el equipo de electroforesis explicando las técnicas de electroforesis unidimensional y bidimensional.

CE3.4 Definir y describir los tipos de marcadores, tipos de tinción y detección en función de la muestra a analizar.

CE3.5 Explicar los fundamentos de la electroforesis de proteínas y la transferencia a membrana.

CE3.6 Describir de la reacción antígeno-anticuerpo y su utilidad en la determinación de proteínas explicando los tipos de marcaje de anticuerpos y detección de los mismos.

CE3.7 Enumerar técnicas de inmunodetección, explicando la realización de inmunoelectroforesis, inmunofijación o isoelectroenfoque.

CE3.8 En un supuesto práctico de separación y purificación de fragmentos de ADN y de proteínas, mediante técnicas electroforéticas, siguiendo protocolos:

– Seleccionar el tipo de electroforesis, indicando el tiempo y el voltaje de la fuente de alimentación según la muestra a procesar.

– Realizar las diluciones necesarias y establecer los controles de referencia.

– Seleccionar el marcador de peso molecular idóneo y el tipo de marcaje y/o tinción específicos según la muestra a procesar.

– Realizar la técnica de electroforesis en geles de poliacrilamida y de electroforesis en geles de agarosa, comprobando la separación de las distintas fracciones electroforéticas.

– Visualizar los fragmentos de ADN y cuantificarlos.

– Realizar las técnicas de inmunoelectroforesis, inmunofijación e isoelectroenfoque, comprobando la separación de proteínas.

C4: Aplicar técnicas de separación e identificación de proteínas mediante técnicas de cromatografía, inmunodetección y proteómica.

CE4.1 Explicar los fundamentos de técnicas cromatográficas (cromatografía de papel, cromatografía en capa fina, cromatografía de gases, cromatografía de intercambio iónico, cromatografía de exclusión, cromatografía de afinidad, cromatografía líquida de alta resolución), indicando sus aplicaciones.

CE4.2 En un supuesto práctico de separación e identificación de proteínas mediante cromatografía:

– Seleccionar la técnica cromatográfica entre las disponibles, en función de la muestra a separar: cromatografía de papel, cromatografía en capa fina, cromatografía de gases, cromatografía de intercambio iónico, cromatografía de exclusión, cromatografía de afinidad, cromatografía líquida de alta resolución.

– Verificar los equipos y reactivos para la cromatografía.

– Realizar la técnica cromatográfica seleccionada siguiendo un protocolo.

CE4.3 Explicar los fundamentos y aplicaciones de las técnicas de inmunodetección definiendo la estructura, tipos y función de los antígenos y anticuerpos, así como las precauciones necesarias para la interpretación de resultados.

CE4.4 En un supuesto práctico de identificación de proteínas mediante inmunodetección:

– Seleccionar la técnica de inmunodetección entre las disponibles (enzimoinmunoanálisis, quimioinmunoluminiscencia, inmunofluorescencia, radioinmunoanálisis, inmunohistoquímica, inmunofijación, microarrays e inmunoelectroforesis).

– Verificar los equipos y reactivos para inmunodetección.

– Realizar la técnica de inmunodetección seleccionada siguiendo un protocolo.

CE4.5 Explicar los fundamentos y aplicaciones de las técnicas de proteómica definiendo la espectrometría de masas y los equipos empleados, así como la utilidad de las diferentes bases de datos para la identificación de proteínas.

CE4.6 Enumerar los tipos y funciones de las proteasas, describiendo los diferentes métodos de ionización.

CE4.7 Explicar los parámetros utilizados en la interpretación de los resultados de técnicas proteómicas.

CE4.8 En un supuesto práctico de identificación de proteínas mediante técnicas de proteómica:

– Separar las proteínas mediante la técnica requerida.

– Verificar los equipos y reactivos necesarios.

– Realizar las técnicas de proteómica.

Contenidos

1. Obtención, manipulación y procesamiento de muestras biológicas para análisis de ADN, ARN y proteínas

– Tipos de muestras para análisis de ADN, ARN y proteínas.

– Extracción de ADN (a partir de sangre, tejidos o células en cultivo, células bucales,…)

– Extracción de ARN (mediante tiocianato de guanidina, urea-cloruro de lítio, purificación de poli(A)-ARN,

– Determinación analítica. Perfil analítico. Cartera de servicios.

– Determinación de ácidos nucleicos

– Separación analítica y preparativa del ADN (electroforesis analítica, geles de agarosa, …)

– Errores más comunes en la manipulación de las muestras.

– Identificación y etiquetado de las muestras

– Contaminación (por RNAsas, DNA,…)

– Degradación enzimática

– Características generales de la obtención y procesamiento de muestras para análisis de ADN, ARN y proteínas.

– Obtención de ADN y ARN a partir de tejidos líquidos (anticoagular)

– Inhibidores RNAsas

– Prevención de riesgos en la obtención, manipulación y procesamiento de muestras biológicas.

– Recepción o toma de muestras. Medidas preventivas

– Precauciones generales relativas al laboratorio

– Precauciones durante el desarrollo del trabajo

– Reglas de higiene personal

2. Conservación y transporte de muestras biológicas para análisis de ADN, ARN y proteínas

– Etiquetado e identificación de las muestras.

– Sistemas y formatos de archivos. Sistemas de almacenamiento.

– Equipos de almacenamiento (-20ºC, - 80º C)

– Transporte de muestras (ADN: descongeladas, tubos estabilizadores ARN, tiempo de transporte recomendado 72 horas. ARN, congelado mediante agentes crioprotectores y con inhibidores de ARNAsas).

– Prevención de riesgos en la conservación y transporte de muestras biológicas.

– Precauciones durante el desarrollo del trabajo

– Reglas de higiene personal

– Almacenamiento de muestras biológicas. Zonas de acceso restringido. Contenedores específicos. Manejo con EPIs

– Transporte de material biológico. Sistema básico de embalaje. Identificación

3. Biología molecular: ADN, ARN y proteínas

– Composición molecular, estructura y función de los ácidos nucleicos.

– Composición química y estructura de los ácidos nucleicos: Nucleótidos de importancia biológica y Factores que estabilizan la doble hélice

– Funciones de los ácidos nucleicos

– Descripción de las enzimas asociadas a los ácidos nucleicos.

– Endonucleasas (Tipo 1 y 2)

– Polimerasas

– Ligasas

– Nucleasas

– Fosfatasas

– Quinasas

– ARNasas

– Replicación del ADN.

– Modo semiconservativo

– Horqueta de replicación

– Enzimas que intervienen en el proceso

– Molécula accesoria: Iniciador

– Transcripción del ADN y su control.

– Proceso: Cadena molde o antisentido. ARNm o transcripto primario. Enzima que dirige: polimerasa de ARN

– Modificaciones postranscripcionales.

– Mecanismos de reparación del ADN.

– Agentes genotóxicos y mecanismos de reparación del DNA

– Reparación de dímeros de pirimidinas mediante fotoreactivación

– Remoción de grupos metilo

– Bases mal apareadas

– Metilación del DNA

– Reparación del DNA durante o después de su replicación

– Reparación de cortes en ambas cadenas del DNA

– Sistemas De reparación de DNA: NER (Nucleotide Excision Repair)

– Mecanismos de reparación de DNA: BER (Base escisión Repair)

– Mutaciones del ADN, alteraciones en las proteínas que sintetizan y enfermedades asociadas.

– Alteraciones que puede sufrir el ADN: Mismatch (mal apareamiento), Desaminación, Pérdida de bases, Unión covalente entre bases de la misma cadena, Unión de grupos alquilo, Ruptura de simple cadena (nick) y Ruptura de doble cadena

– Alteraciones en las proteínas que se sintetizan y enfermedades asociadas. Desnaturalización

– Estructura y función de las proteínas.

– Aminoácidos y neurotransmisores

– Enlaces peptídicos, oligopeptidos y polipeptidos

– Estructura primaria, secundaria , terciaría y cuaternaria

– Funciones de las proteínas: estructural, reguladora, de transporte, de reserva, enzimática, mensajera y de receptores químicos

– Transcripción y traducción.

– Moléculas implicadas en la transcripción y traducción de las proteínas

– Fases de la transcripción de las proteínas

– Fases de la traducción de las proteínas

– Regulación de la transcripción y traducción

– Síntesis y modificación de las proteínas.

– Moléculas implicadas en la síntesis y traducción de las proteínas

– Fases de la síntesis de las proteínas

– Fases de la modificación de las proteínas

– Regulación de la síntesis y modificación de las proteínas

– Alteraciones conformacionales de las proteínas.

– Serpinopatías

– Proteínas priónicas

– Neuroserpinas

– Hemoglobina

– Repeticiones de glutamato

– Proteína Tau

– Inmunoglobulinas cadenas ligeras

– Proteína CFRT Péptido B-amiloide

– Superóxido dismutasa

– B2 microglobulina

4. Metodología aplicada a la separación e identificación de proteínas

– Electroforesis.

– Tipos de electroforesis: unidimensionales, bidimensionales y técnicas relacionadas.

– Separación electroforética de las proteínas séricas. Patrones de normalidad y de alteración

– Características del material y de los reactivos. Averías o disfunciones

– Técnicas cromatográficas.

– Características de los equipos. Condiciones de uso y mantenimiento

– Calibración. Averías o disfunciones

– Características del material y de los reactivos

– Técnicas de inmunodetección.

– Inmunocitoquímica

– Western blot

– Inmunoprecipitación

– Co-inmunoprecipitación

– Pull-down

– TUNEL

– Espectrometría de masas.

– Fundamento y aplicaciones.

– Características de los equipos.

– Condiciones de uso y mantenimiento. Calibración. Averías o disfunciones.

– Características del material y de los reactivos.

– Tecnología de microarrays y chips de proteínas.

– Microarrays de ADN: Diseño de un microarrays de ADN. Tipos

– Microarrays de Proteínas: Diseño de un microarrays de proteínas. Tipos

– Microarrays de Carbohidratos: Diseño de microarrays de carbohidratos. Aplicaciones

– Microarrays de Células

– Microarrays de Tejidos

– Perspectivas de mercado de los microarrays y biochips en el área de salud humana

– Bioinformática. Bases de datos de proteómica.

– Genómica funcional

– Relación entre la biología y la informática

– Biochips

– Bioinformática

– Bibliografía

UNIDAD FORMATIVA 2

Denominación: ANÁLISIS DE ÁCIDOS NUCLEICOS

Código: UF2471

Duración: 60 horas

Referente de competencia: Esta unidad formativa se corresponde con la RP3, RP5 Y RP6.

Capacidades y criterios de evaluación

C1: Aplicar técnicas de PCR y de RT-PCR, teniendo en cuenta protocolos e indicando sus aplicaciones.

CE1.1 Describir los fundamentos de la síntesis de ácidos nucleicos enumerando las enzimas implicadas y su función.

CE1.2 Explicar los procedimientos de realización de técnicas de amplificación de ácidos nucleicos mediante la PCR, siguiendo protocolos habituales.

CE1.3 Describir posibles fuentes de contaminación de las técnicas de PCR y RT-PCR indicando medios para evitarla.

CE1.4 Explicar los fundamentos de la transcripción del ADN enumerando las enzimas implicadas.

CE1.5 Definir las diferencias entre PCR y RT-PCR indicando sus aplicaciones.

CE1.6 Describir la estructura del cADN indicando sus aplicaciones.

CE1.7 Explicar los procedimientos de realización de la técnica de RT-PCR siguiendo los protocolos establecidos.

CE1.8 En un supuesto práctico de amplificación de ADN siguiendo protocolos:

– Verificar las condiciones ambientales y la disponibilidad de reactivos.

– Verificar y programar el termociclador.

– Realizar las técnicas de PCR y sus variantes.

– Realizar la técnica de RT-PCR siguiendo los protocolos establecidos.

– Comprobar que el material genético obtenido es suficiente y almacenarlo para su procesamiento posterior.

C2: Aplicar técnicas de hibridación con sondas genéticas y de análisis de fragmentos de ADN, siguiendo protocolos preestablecidos.

CE2.1 Especificar aplicaciones de la técnica de hibridación con sondas genéticas, detallando los tipos de sondas, su sensibilidad y especificidad así como precauciones para su manipulación.

CE2.2 Definir conceptos de complementariedad de bases e hibridación, indicando las condiciones de temperatura, pH y concentración que influyen en el proceso.

CE2.3 Describir los métodos de detección de la hibridación en función de la sonda genética utilizada.

CE2.4 Explicar los procedimientos de realización de las técnicas de hibridación mediante Southern, Northern, microarrays y otras.

CE2.5 En un supuesto práctico de hibridación con sonda genética, según protocolos:

– Verificar los equipos y reactivos disponibles y establecer las condiciones requeridas.

– Realizar las técnicas Southern, Northern, microarrays y otras.

– Detectar la señal de la sonda de acuerdo con el método establecido e identificar los genes.

CE2.6 Describir la obtención, análisis e identificación de fragmentos de ADN mediante enzimas de restricción, indicando tipos y funciones y enumerando los diferentes marcajes y/o tinciones.

CE2.7 Explicar las técnicas utilizadas para la detección de mutaciones y polimorfismos, indicando las limitaciones de las mismas y los procesos clave para su correcta realización.

CE2.8 En un supuesto práctico de análisis de fragmentos de ADN según protocolos:

– Seleccionar las enzimas de restricción específicas, el tipo de marcaje o tinción indicando la técnica de electroforesis o hibridación.

– Realizar técnicas de análisis de fragmentos y contrastar los resultados verificando el funcionamiento de la técnica.

C3: Aplicar la técnica de secuenciación de fragmentos de ADN según protocolos preestablecidos.

CE3.1 Definir la secuenciación de fragmentos de ADN explicando su fundamento.

CE3.2 Describir el funcionamiento del secuenciador indicando los conceptos de control y control interno, configuración y calibración del secuenciador.

CE3.3 Describir los reactivos, procedimientos de preparación y cantidad necesaria a emplear en la secuenciación de fragmentos de ADN.

CE3.4 Explicar el protocolo de preparación de la muestra previo a la secuenciación.

CE3.5 Explicar la interpretación de los resultados especificando las posibles interferencias de la técnica de secuenciación.

CE3.6 Enumerar aplicaciones de la técnica de secuenciación de ADN ordenándolas según el grado de utilización.

CE3.7 En un supuesto práctico de secuenciación de fragmentos de ADN según protocolos:

– Comprobar el tamaño de los productos amplificados para su secuenciación.

– Amplificar la secuencia de ADN requerida empleando cebadores específicos utilizando didesoxinucleótidos trifosfato marcados con distintos fluorocromos para identificación.